За допомогою біоінформатичних методів ідентифіковано потенційні досконалі G-квадруплекси (G4s) та потрійні з’єднання 3WJs (three-way junctions) в геномі спумавірусу великої рогатої худоби (СВ ВРХ). Штучний інтелект AlphaFold 3 використано для підтвердження потенційних G4s та 3WJs через побудову 3D моделей цих неканонічних структур. G4s – вторинні структури, які утворено G-багатими послідовностями. Мультиспіральнe з’єднання 3WJ (яке утворено трьома з’єднаними у точці дуплексами), як і G4s, відносять до альтернативних структур в ДНК та РНК, які відрізняються від класичної дволанцюгової В-ДНК. В роботі створено карту локалізації на геномі СВ ВРХ потенційних консервативних внутрішньомолекулярних G4s, які утворено двома G-тетрадами. На підставі множинного вирівнювання 37 ізолятів СВ ВРХ з повним геномом в сенсовій нитці провірусної ДНК СВ ВРХ знайдено 7 потенційних консервативних G-квадруплексів, в антисенсовій нитці – 22 G4s, що утворено двома G-тетрадами, G-рахунок яких становить від 32 до 36. Для сенсової нитки провірусної ДНК СВ ВРХ щільність G4s становила 0,6 G4/тисяча нуклеотдів (т.н.), в той час як для антисенсової нитки – 1.8 G4/т.н. Для набору з 37 ізолятів СВ ВРХ знайдено один консервативний мотив 3WJ довжиною 73 н. зі 100%-вим рівнем подібності, який локалізовано в 5 ′-нетрансльованій облас-ті і частково на 5 ′-кінці гена gag. Структуру 3WJ в РНК СВ ВРХ стабілізовано 20 комплементарними п.н. з вільною енергією ΔG, що становить – 19,8 ккал/моль. Доведено значущість даної структури для функціонування спумавірусу ВРХ. Застосування AlphaFold 3 для побудови 3D моделей теоретично визначених досконалих потенційних G4s та 3WJs в геномі СВ ВРХ дозволило надійно визначати потенційні альтернативні структури в нуклеїнових кислотах.
Ключові слова: альтернативна структура, біоінформатика, AlphaFold 3, спумавірус великої рогатої худоби, G-квадруплекс (G4), потрійне з’єднання (3WJ), передбачення неканонічних структур
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
Abramson, J., Adler, J., Dunger, J., et al., Accurate structure prediction of biomolecular interactions with AlphaFold 3, Nature, 2024, vol. 630, pp. 493–500. https://doi.org/10.1038/s41586-024-07487-w
Agarwal, T., Roy, S., Kumar, S., et al., In the sense of transcription regulation by G-quadruplexes: asymmetric effects in sense and antisense strands, Biochemistry, 2014, vol. 53, pp. 3711–3718. https://doi.org/10.1021/bi401451q
Bao, Q., Hotz-Wagenblatt, A., Betts, M.J., et al., Shared and cell type-specific adaptation strategies of Gag and Env yield high titer bovine foamy virus variants, Infect. Genet. Evol., 2020, vol. 82, p. 104287. https://doi.org/10.1016/j.meegid.2020.104287
Bedrat, A., Lacroix, L., and Mergny, J.L., Re-evaluation of G-quadruplex propensity with G4Hunter, Nucleic Acids Res., 2016, vol. 44, pp. 1746–1759. https://doi.org/10.1093/nar/gkw006
Belotserkovskii, B.P., Neil, A.J., Saleh, S.S., et al., Transcription blockage by homopurine DNA sequences: role of sequence composition and single-strand breaks, Nucleic Acids Res., vol. 201341, pp. 1817–1828. https://doi.org/10.1093/nar/gks1333
Brazda, V., Kolomaznık, J., Lysek, J., et al., G4Hunter web application: a web server for G-quadruplex prediction, Bioinformatics, 2019, vol. 35, pp. 3493–3495. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btz087
De Nicola, B., Lech, C.J., Heddi, B., et al., Structure and possible function of a G-quadruplex in the long terminal repeat of the proviral HIV-1 genome, Nucleic Acids Res., 2016, vol. 44, pp. 6442–6451. https://doi.org/10.1093/nar/gkw432
Evans, L., Kotar, A., Valentini, M., et al., Identification and characterisation of G-quadruplex DNA-forming sequences in the Pseudomonas aeruginosa genome, RSC Chem. Biol., 2023, vol. 4, pp. 94–100. https://doi.org/10.1039/d2cb00205a
Fay, M.M., Lyons, S.M., and Ivanov, P., RNA G-quadruplexes in biology: principles and molecular mechanisms, J. Mol. Biol., 2017, vol. 429, pp. 2127–2147. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2017.05.017
Frasson, I., Nadai, M., and Richter, S.N., Conserved G-quadruplexes regulate the immediate early promoters of human alphaherpesviruses, Molecules, vol. 201924, p. 2375. https://doi.org/10.3390/molecules24132375
Guo, P., Erickson, S., and Anderson, D., A small viral RNA is required for in vitro packaging of bacteriophage phi 29 DNA, Science, 1987, vol. 236, pp. 690–694. https://doi.org/10.1126/science.3107124
Hall, T.A., BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT, Nucleic Acids Symp. Ser., 1999, vol. 41, pp. 95–98.
Hamann, M.V. and Lindemann, D., Foamy virus protein-nucleic acid interactions during particle morphogenesis, Viruses, 2016, vol. 8, p. 243. https://doi.org/10.3390/v8090243
Hechler, T., Materniak, M., Kehl, T., et al., Complete genome sequences of two novel European clade bovine foamy viruses from Germany and Poland, J. Virol, 2012, vol. 86, pp. 10905–10906. https://doi.org/10.1128/JVI.01875-12
Heng, X., Herrera, A.P., Song, Z., et al., Retroviral PBS-segment sequence and structure: Orchestrating early and late replication events, Retrovirology, 2024, vol. 21, p. 12. https://doi.org/10.1186/s12977-024-00646-x
Higgins, D., Thompson, J., Gibson, T., et al., CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice, Nucleic Acids Res., 1994, vol. 22, pp. 4673–4680. https://doi.org/10.1093/nar/22.22.4673
Jana, J. and Weisz, K., Thermodynamic stability of G-quadruplexes: impact of sequence and environment, ChemBioChem, 2021, vol. 22, pp. 2848–2856. https://doi.org/10.1002/cbic.202100127
Kardrmas, J.L., Ravin, A.J., and Leontis, N.B., Relative stabilities of DNA three-way, four-way and five-way junctions (multi-helix junction loops): unpaired nucleotides can be stabilizing or destabilizing, Nucleic Acids Res., 1995, vol. 23, pp. 2212–2222. https://doi.org/10.1093/nar/23.12.2212
Kikin, O., D’Antonio, L., and Bagga, P.S., QGRS Mapper: a web-based server for predicting G-quadruplexes in nucleotide sequences, Nucleic Acids Res, 2006, vol. 34, pp. W676–W82. https://doi.org/10.1093/nar/gkl253
Koirala, D., Shao, Y., Koldobskaya, Y., et al., A conserved RNA structural motif for organizing topology within picornaviral internal ribosome entry sites, Nat. Commun., 2019, vol. 10, p. 3629. https://doi.org/10.1038/s41467-019-11585-z
Kumar, S., Stecher, G., Suleski, M., Sanderford, M., Sharma, S., and Tamura, K., MEGA12: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 12 for adaptive and green computing, Mol. Biol. Evol., 2024, vol. 41, pp. 1–9. https://doi.org/10.1093/molbev/msae263
Lindemann, D., Hütter, S., Wei, G., et al., The unique, the known, and the unknown of spumaretrovirus, Viruses, 2021, vol. 13, p. 105. https://doi.org/10.3390/v13010105
Lombardi, E.P. and Londono-Vallejo, A., A guide to computational methods for G-quadruplex prediction, Nucleic Acids Res., 2020, vol. 48, pp. 1–15. https://doi.org/10.1093/nar/gkz1097
Lu, H., Li, S., Chen, J., et al., Metal ions modulate the conformation and stability of a G-quadruplex with or without a small-molecular ligand, Metallomics, 2015, vol. 7, pp. 1508–1514. https://doi.org/10.1039/c5mt00188a
Mekata, H., Okagawa, T., Konnai, S., et al., Molecular epidemiology and whole-genome analysis of bovine foamy virus in Japan, Viruses 2021, vol. 13, p. 1017. https://doi.org/10.3390/v13061017
Menendez, C., Frees, S., and Bagga, P.S., QGRS-H Predictor: a web server for predicting homologous quadruplex forming G-rich sequence motifs in nucleotide sequences, Nucleic Acids Res., 2012, vol. 40, (Web Server issue), pp. W96–W103. https://doi.org/10.1093/nar/gks422
Monsen, R.C., Trent, J.O., and Chaires, J.B., G-quadruplex DNA: A longer story, Acc. Chem. Res., 2022, vol. 55, pp. 3242–3252. https://doi.org/10.1021/acs.accounts.2c00519
Nicoletto, G., Richter, S.N., and Frasson, I., Presence, location and conservation of putative G-quadruplex forming sequences in arboviruses infecting humans, Int. J. Mol. Sci., 2023, vol. 24, p. 9523. https://doi.org/10.3390/ijms24119523
Ojha, M., Vogt, J., Das, N.K., et al., Structure of saguaro cactus virus 3’ translational enhancer mimics 5’ cap for eIF4E binding, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2024, vol. 121, p. e2313677121. https://doi.org/10.1073/pnas.2313677121
Ouellet, J., Melcher, S., Iqbal, A., et al., Structure of the three-way helical junction of the hepatitis C virus IRES element, RNA, 2010, vol. 16, pp. 1597–1609. https://doi.org/10.1261/rna.2158410
Piazza, A., Cui, X., Adrian, M., et al., Non-Canonical G-quadruplexes cause the hCEB1 minisatellite instability in Saccharomyces cerevisiae, eLife, 2017, vol. 6, p. e26884. https://doi.org/10.7554/eLife.26884
Piekna-Przybylska, D., Sullivan, M.A., Sharma, G., et al., U3 region in the HIV-1 genome adopts a G-quadruplex structure in its RNA and DNA sequence, Biochemistry, 2014, vol. 53, pp. 2581–2593. https://doi.org/10.1021/bi4016692
Pinto-Santini, D.M., Stenbak, C.R., and Linial, M.L., Foamy virus zoonotic infections, Retrovirology, 2017, vol. 14, p. 55. https://doi.org/10.1186/s12977-017-0379-9
Rethwilm, A. and Bodem, J., Evolution of foamy viruses: the most ancient of all retroviruses, Viruses, 2013, vol. 5, pp. 2349–2374. https://doi.org/10.3390/v5102349
Song, K., Li, B., Li, H., et al., The characterization of G-quadruplexes in Tobacco genome and their function under abiotic stress, Int. J. Mol. Sci., 2024, vol. 25, p. 4331. https://doi.org/10.3390/ijms25084331
Song, Z., Gremminger, T., Singh, G., et al., The three-way junction structure of the HIV-1 PBS-segment binds host enzyme important for viral infectivity, Nucleic Acids Res., 2021, vol. 49, pp. 5925–5942. https://doi.org/10.1093/nar/gkab342
Stefos, G.C., Theodorou, G., and Politis, I., Genomic landscape, polymorphism and possible LINE-associated delivery of G-quadruplex motifs in the bovine genes, Genomics, 2022, vol. 114, p. 110272. https://doi.org/10.1016/j.ygeno.2022.110272
Varshney, D., Spiegel, J., Zyner, K., et al., The regulation and functions of DNA and RNA G-quadruplexes, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2020, vol. 21, pp. 459–474. https://doi.org/10.1038/s41580-020-0236-x
Wang, S.R., Zhang, Q.Y., Wang, J.Q., et al., Chemical targeting of a G-quadruplex RNA in the Ebola virus L gene, Cell Chem. Biol., 2016, vol. 23, pp. 1113–1122. https://doi.org/10.1016/j.chembiol.2016.07.01
Wang, J., Huang, H., Zhao, K., et al., G-quadruplex in hepatitis B virus pregenomic RNA promotes its translation, J. Biol. Chem., 2023, vol. 299, p. 105151. https://doi.org/10.1016/j.jbc.2023.105151
Whisnant, A.W., Kehl, T., Bao, Q., et al., Identification of novel, highly expressed retroviral microRNAs in cells infected by bovine foamy virus, J. Virol., 2014, vol. 88, pp. 4679–4686. https://doi.org/10.1128/JVI.03587-13
Wolfe, A.L., Singh, K., Zhong, Y., et al., RNA G-quadruplexes cause eIF4A-dependent oncogene translation in cancer, Nature, 2014, vol. 513, pp. 65–70. https://doi.org/10.1038/nature13485
Wu, B., Girard, F., van Buuren, B., et al., Global structure of a DNA three-way junction by solution NMR: towards prediction of 3H fold, Nucleic Acids Res., 2004, vol. 32, pp. 3228–3239. https://doi.org/10.1093/nar/gkh645
Wu, Y.F., Tan, J., Su, Y., et al., Transcription factor AP1 modulates the internal promoter activity of bovine foamy virus, Virus Res., 2010, vol. 147, pp. 139–144. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2009.10.005
Xu, X.J. and Chen, S.J., A method to predict the structure and stability of RNA/RNA complexes, Methods Mol. Biol., 2016, vol. 1490, pp. 63–72. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-6433-85
Zhang, H., Endrizzi, J.A., Shu, Y., et al., Crystal structure of 3WJ core revealing divalent ion-promoted thermostability and assembly of the Phi29 hexameric motor pRNA, RNA, vol. 19, pp. 1226–1237. https://doi.org/10.1261/rna.037077.112
Zuker, M., Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction, Nucleic Acids Res., 2003, vol. 31, pp. 3406–3415. https://doi.org/10.1093/nar/gkg595