Дослідження екотипів Arabidopsis thaliana із зони Чорнобильської атомної електостанції виявило їхню підвищену стійкість до кадмію (Cd+2) та радіоміметиків (блеоміцину/зеоцину). Так, проростки чорнобильського екотипу Che07 демонстрували знижене інгібування росту коренів за умов Cd-індукованого стресу. Вперше встановлено, що зеоцин переважно впливає на клітини кореневої меристеми, тоді як Cd2+ переважно чинить вплив на клітини зони розтягу. Така диференційована відповідь може бути наслідком варіацій у стадіях розвитку клітин, специфіки дії генотоксичних агентів та активності захисних механізмів у різних ростових зонах кореня. Аналіз руйнування ДНК та її здатності до відновлення після обробки радіоміметиком виявив швидку (впродовж 3 хв) активацію репараційних механізмів у чорнобильських екотипах Che5 і Che07. Підвищена експресія гена цикліну CycB2;1 та зниження експресії гена кінази CDKG1 після обробки блеоміцином свідчать про зміни у регуляції клітинного циклу, зокрема про його зупинку на фазі G2. Така адаптивна відповідь, ймовірно, спрямована на пригнічення переходу до мітозу, що запобігає передачі ушкодженої ДНК дочірнім клітинам. В екотипах A. thaliana з Чорнобильської зони відмічено активацію специфічних антиоксидантних ферментів, що протидіє окиснювальному стресу та пошкодженню геному. Припускається, що рослини A. thaliana із зони ЧАЕС використовують унікальні механізми адаптації до екологічного стресу та руйнування ДНК, набуті, ймовірно, внаслідок тривалого впливу іонізуючого випромінювання. Дослідження стійкості рослин до іонізуючого випромінювання та важких металів є важливим для розробки фіторемедіаційних стратегій, а також може сприяти розвитку біотехнологій підвищення стійкості рослин до інших абіотичних стресових факторів.
Ключові слова: Arabidopsis thaliana, руйнування ДНК, важкі метали, радіоміметики, cтабільність геному, стійкість рослин
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
Abramov, V.I., Fedorenko. O., and Shevchenko, V., Genetic consequences of radioactive contaminations for populations of Arabidopsis, Sci. Total Environ., 1992a, vol. 112, pp. 19–28.
Abramov, V.I., Sergeyeva, S.A., Ptitsyna, S.N., Semov, A.B., and Shevchenko, V.A., Genetic-effects and repair of single-stranded-DNA breaks in populations of Arabidopsis thaliana growing in the region of the Chernobyl-nuclear-power-station, Genetika, 1992b, vol. 28, pp. 69–73
Angelis, K.J., Dušinská, M., and Collins, A.R., Single cell gel electrophoresis: detection of DNA damage at different levels of sensitivity, Electrophoresis, 1999, vol. 20, pp. 2133–2138.
Arkhipov, N.P., Kuchma, N.D., Askbrant, S., Pasternak, P.S., and Musica, V.V., Acute and long-term effects of irradiation on pine (Pinus silvestris) stands post-Chernobyl, Sci. Total Environ., 1994, vol. 157, pp. 383–386.
Badia, M.B., Arias, C.L., Tronconi, M.A., Maurino, V.G., Andreo, C.S., Drincovich, M.F., and Wheeler, M.C., Enhanced cytosolic NADP-ME2 activity in A. thaliana affects plant development, stress tolerance and specific diurnal and nocturnal cellular processes, Plant Sci., 2015, vol. 240, pp. 193–203. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2015.09.015
Baluška, F., Mancuso, S., Volkmann, D., and Barlow, P.W., Root apex transition zone: a signalling-response nexus in the root, Trends Plant Sci., 2010, vol. 15, no. 7, pp. 402–408. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2010.04.007
Caplin, N. and Willey, N., Ionizing radiation, higher plants, and radioprotection: from acute high doses to chronic low doses, Front. Plant Sci., 2018, vol. 9, p. 847. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00847
Chao, Yu.Ya., Hong, Ch-Ya., and Kao, Ch.H., The decline in ascorbic acid content is associated with cadmium toxicity of rice seedlings, Plant Physiol. Biochem., 2010, vol. 48, no. 5, pp. 374–381. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2010.01.009
Chivasa, S, Tomé, D.F., Hamilton, J.M., and Slabas, A.R., Proteomic analysis of extracellular ATP-regulated proteins identifies ATP synthase beta-subunit as a novel plant cell death regulator, Mol. Cell. Proteomics, 2011, vol. 10, no. 3, p. M110.003905. https://doi.org/10.1074/mcp.M110.003905
Danchenko, M., Skultety, L., Rashydov, N. M., Berezhna, V.V., Mátel, L., Salaj, T., Pretova, A., and Haiduch, M., Proteomic analysis of mature soybean seeds from the Chernobyl area suggests plant adaptation to the contaminated environment, J. Proteome Res., 2009, vol. 8, pp. 2915–2922.
Della Rovere, F., Fattorini, L., Ronzan, M., Falasca, G., and Altamura, M.M., The quiescent center and the stem cell niche in the adventitious roots of Arabidopsis thaliana, Plant Signal. Behav., 2016, vol. 11, p. e1176660. https://doi.org/10.1080/15592324.2016.1176660
Giovannoni, J., Completing a pathway to plant vitamin C synthesis, Proceedings of the Natl. Acad. Sci., vol. 104, no. 22, pp. 9109–9110. https://doi.org/10.1073/pnas.0703222104
Hasanuzzaman, M., Nahar, K., Anee, T.I., and Fujita, M., Glutathione in plants: biosynthesis and physiological role in environmental stress tolerance, Physiol. Mol. Biol. Plants, 2017, vol. 23, no. 2, pp. 249–268. https://doi.org/10.1007/s12298-017-0422-2
Ito, M., Expression of mitotic cyclins in higher plants: transcriptional and proteolytic regulation, Plant Biotechnol. Rep., 2014, vol. 8, p. 9. https://doi.org/10.1007/s11816-013-0297-9
Kim, Y.S., Analysis of gene expression upon DNA damage in Arabidopsis, J. Plant Biol., 2006, vol. 49, pp. 298–302. https://doi.org/10.1007/BF03031159
Klimenko, O., Pernis, M., Danchenko, M., Skultéty, L., Klubicová, K., and Shevchenko, G., Natural ecotype of Arabidopsis thaliana (L.) Heynh (Chernobyl-07) respond to cadmium stress more intensively than the sensitive ecotypes Oasis and Columbia, Ecotoxicol. Environ. Saf., 2019, vol. 173, pp. 86–95. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2019.02.012
Klubicová, K., Danchenko, M., Skultety, L., Berezhna, V.V., Hricová, A., Rashydov, N. M., and Haiduch M., Agricultural recovery of a formerly radioactive area: II. Systematic proteomic characterization of flax seed development in the remediated Chernobyl area, J. Proteomics, 2011b, vol. 74, pp. 1378–1384.
Kovalchuk, O., Burke, P., Arkhipov, A., Kuchma, N., James, S.J., Kovalchuk, I., and Pogribny, I., Genome hypermethylation in Pinus silvestris of Chernobyl – a mechanism for radiation adaptation?, Mutat. Res., 2003a, vol. 529, pp. 13–20.
Kovalchuk, O., Kovalchuk, I., Arkhipov, A., Hohn, B., and Dubrova, Yu.E., Extremely complex pattern of microsatellite mutation in the germline of wheat exposed to the post-Chernobyl radioactive contamination, Mutat. Res., 2003b, vol. 525, pp. 93–101.
Kovalchuk, I., Abramov, V., Pogribny, I., and Kovalchuk, O., Molecular aspects of plant adaptation to life in the Chernobyl zone, Plant Physiol., 2004, vol. 35, pp. 357–363.
Li, S., Mhamdi, A., Clement, C., Jolivet, Y., and Noctor, G., Analysis of knockout mutants suggests that Arabidopsis NADP-malic enzyme 2 does not play an essential role in responses to oxidative stress of intracellular or extracellular origin, J. Exp. Bot., 2013, vol. 64, pp. 3605–3614.
Lin, J., Yang, K., Zheng, B., and Deng, X., Phosphorylation of Arabidopsis SINA2 by CDKG1 affects its ubiquitin ligase activity and degradation under abiotic stress, BMC Plant Biol., 2018, vol. 18, no. 1, pp. 1–14.
Liu, S., Cheng, Y., Zhang, X., Guan, Q., Nishiuchi, S., Hase, K., and Takano, T., Expression of an NADPmalic enzyme gene in rice (Oryza sativa. L) is induced by environmental stresses; over-expression of the gene in Arabidopsis confers salt and osmotic stress tolerance, Plant Mol. Biol., 2007, vol. 64, pp. 49–58.
Liu, H., Liu, Z., Qin, A., Zhou, Y., Sun, S., Liu, Y., Hu, M., Yang, J., and Sun, X., Mitochondrial ATP synthase beta-subunit affects plastid retrograde signaling in Arabidopsis, Int. J. Mol. Sci., 2024, vol. 25, no. 14, p. 7829. https://doi.org/10.3390/ijms25147829
Ludovici, G.M., de Souza, S.O., Chierici, A., Cascone, M.G., d’Errico, F., and Malizia, A., Adaptation to ionizing radiation of higher plants: From environmental radioactivity to Chernobyl disaster, J. Environ. Radioact., 2020, vol. 222, p. 106375. https://doi.org/10.1016/j.jenvrad.2020.106375
Manova, V. and Gruszka, D., DNA damage and repair in plants – from models to crops, Front. Plant Sci., 2015, vol. 6. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00885
Manova, V., Gecheff, G., and Stoilov, L., Efficient repair of bleomycin-induced double-strand breaks in barley ribosomal genes, Mutat. Res., 2006, vol. 601, nos. 1–2, pp. 179–190. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2006.07.004
Nibau, C., Dadarou, D., Kargios, N., Mallioura, A., Fernandez-Fuentes, N., Cavallari, N., and Doonan, J. H., CDKG1 is required for meiotic and somatic recombination intermediate processing in Arabidopsis, Plant Cell, 2020, vol. 32, no. 4, pp. 1308–1322
Podlutskii, M., Babina, D., Podobed, M., Bondarenko, E., Bitarishvili, S., Blinova, Y., Shesterikova, E., Prazyan, A., Turchin, L., Garbaruk. D., Kudin, M., Duarte, G.T., and Volkova, P., Arabidopsis thaliana accessions from the Chernobyl exclusion zone show decreased sensitivity to additional acute irradiation, Plants, 2024, vol. 13, no. 7, p. 947. https://doi.org/10.3390/plants13070947
Rashydov, N. and Hajduch, M., Chernobyl seed project. Advances in the identification of differentially abundant proteins in a radio-contaminated environment, Front. Plant Sci., 2015, vol. 6. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00493
Saruyama, N., Sakakura, Y., Asano, T., Nishiuchi, T., Sasamoto, H., and Kodama, H., Quantification of metabolic activity of cultured plant cells by vital staining with fluorescein diacetate, Anal. Biochem., 2013, vol. 441, no. 1, pp. 58–62. https://doi.org/10.1016/j.ab.2013.06.005
Schnittger, A. and De Veylder L. The dual face of cyclin B1, Trends Plant Sci., 2018, vol 23, no. 6, pp. 475–478.
Shevchenko, G.V. and Talalaiev, O.S., Efficient mechanism of DNA repair stabilizes genome of Arabidopsis thaliana from the Chernobyl zone, Dopov. Nac. Akad. Nauk (Ukr.), 2017, pp. 84–90. https://doi.org/10.15407/dopovidi2017.04.084
Shkvarnikov, P.K., A cytological study of plants growing under exposure to different radiation levels, Tsitol. G-enet., 1990, vol. 24, pp. 33–37.
Szurman-Zubrzycka, M., Jędrzejek, P., and Szarejko, I., How do plants cope with DNA damage? A concise review on the DDR pathway in plants, Int. J. Mol. Sci., 2023, vol. 24, no. 3, p. 2404. https://doi.org/10.3390/ijms24032404
Truernit, E. and Haseloff, J., A simple way to identify non-viable cells within living plant tissue using confocal microscopy, Plant Methods, 2008, vol. 4, p. 15
Vladejić, J., Kovacik, M., Zwyrtková, J., et al., Zeocin-induced DNA damage response in barley and its dependence on ATR, Sci. Rep., 2024, vol. 14, p. 3119. https://doi.org/10.1038/s41598-024-53264-0
Wolucka, B.A. and van Montagu M., GDP-mannose 3,5-epimerase forms GDP-L-gulose, a putative intermediate for the de novo diosynthesis of vitamin C in plants, J. Biol. Chem., 2003, vol. 278, no. 48, pp. 47483–47490. https://doi.org/10.1074/jbc.M309135200
Yu, Q., Tian, H., Yue, K., Liu, J., Zhang, B., Li, X., and Ding, Z., A P-loop NTPase regulates quiescent center cell division and distal stem cell identity through the regulation of ROS homeostasis in Arabidopsis root, PLoS Genet., 2016, vol. 12, p. e1006175. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1006175