«Бородаті» корені, отримані в результаті генетичної трансформації рослин ґрунтовими фітопатогенними бактеріями Agrobacterium rhizogenes, є цінними продуцентами важливих вторинних метаболітів з лікувальними властивостями, а також зручним модельним об’єктом для вивчення реакції рослин на дію несприятливих умов довкілля. У даній роботі проведено порівняння відкладеної відповіді «бородатих» коренів Althaea officinalis L. на дію короткотермінового холодового та високотемпературного стресу. Отримані результати свідчать про те, що «бородаті» корені різних ліній A. officinalis (окремі трансформаційні події) відрізняються за чутливістю до дії короткочасного температурного стресу незалежно від використаного для трансформації вектору та наявності в ньому гена інтерферону ifn-α2b людини. Висока температура призводила до значного гальмування росту коренів усіх ліній, крім тієї, що мала найвищий вміст флавоноїдів за контрольних умов. З іншого боку, короткочасне культивування «бородатих» коренів за зниженої температури не викликало пригнічення росту. Одночасно з інгібуванням росту при підвищенні температури спостерігалася активізація синтезу флавоноїдів, вірогідно, як відповідь рослин на дію високої тем-ператури як стресового фактору. Показано сильну (R2 = 0,78) лінійну залежність антиоксидантної активності екстрактів із «бородатих» коренів від вмісту в них флавоноїдів. Таким чином, флавоноїди, очевидно, беруть участь у процесі відповіді та адаптації коренів до високотемпературного стресу.
Ключові слова: Agrobacterium rhizogenes, Althaea offi-cinalis, «бородаті» корені, температурний стрес, флавоноїди, антиоксидантна активність
Повний текст та додаткові матеріали
Цитована література
1. Agati, G., Azzarello, E., Pollastri, S., and Tattini, M., Flavonoids as antioxidants in plants: location and functional significance, Plant Sci., 2012, vol. 196, pp. 67–76.
2. Boo, H.O., Chon, S.U., and Lee, S.Y., Effects of temperature and plant growth regulators on anthocyanin synthesis and phenylalanine ammonia-lyase activity in chicory (Cichorium intybus L.), J. Hortic. Sci. Biotechnol., 2006, vol. 81, pp. 478–482. https://doi.org/10.1080/14620316.200.11512091
3. Choi, S., Kwon, Y.R., Hossain, M.A., et al., A mutation in ELA1, an age-dependent negative regulator of PAP1/MYB75, causes UV- and cold stress-tolerance in Arabidopsis thaliana seedlings, Plant Sci., 2009, vol. 176, pp. 678– 686. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2009.02.010
4. Fini, A., Brunetti, C., Di Ferdinando, M., et al., Stress-induced flavonoid biosynthesis and the antioxidant machinery of plants, Plant Signal. Behav., 2011, vol. 6, pp. 709–711. https://doi.org/10.4161/psb.6.5.15069
5. Havryliuk, O., Matvieieva, N., Tashyrev, O., and Yastremskaya, L., Influence of cold stress on growth and flavonoids accumulation in Artemisia tilesii “hairy” root culture, in Agrobiodiversity for Improving Nutrition, Health and Life Quality, 2017, pp 163–167.
6. Matvieieva, N., Drobot, K., Duplij, V., et al., Flavonoid content and antioxidant activity of Artemisia vulgaris L. “hairy” roots, Prep. Biochem. Biotechnol., 2019, vol. 49, pp. 82–87. https://doi.org/10.1080/10826068.2018.1536994
7. Matvieieva, N.A., Generation of Tragopogon porrifolius and Althaea officinalis “hairy” roots using Agrobacterium rhizogenes, Bull. Vavilov Soc. Genet. Breeders Ukr., 2012, vol. 10, pp. 262–268.
8. Matvieieva, N.A., Kishchenko, O.M., Potrochov, A.O., et al., Regeneration of transgenic plants from hairy roots of Cichorium intybus L. var. Foliosum Hegi, Cytol. Genet., 2011, vol. 45, pp. 277–281. https://doi.org/10.3103/S0095452711050082
9. Matvieieva, N.A., Morgun, B.V., Lakhneko, O.R., et al., Agrobacterium rhizogenes-mediated transformation enhances the antioxidant potential of Artemisia tilesii Ledeb., Plant Physiol. Biochem., 2020, vol. 152, pp. 177–183. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2020.04.020
10. Matvieieva, N.A., Shachovsky, A.M., Gerasymenko, I.M., et al., Agrobacterium-mediated transformation of Cichorium intybus L. with interferon-α2b gene, Biopolym. Cell, 2009, vol. 25, pp. 120–125. https://doi.org/10.7124/bc.0007D4
11. Murashige, T. and Skoog, F., A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures, Physiol. Plant., 1962, vol. 15, pp. 473–497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
12. Pekal, A. and Pyrzynska, K., Evaluation of aluminium complexation reaction for flavonoid content assay, Food Anal. Methods, 2014, vol. 7, pp. 1776–1782.https://doi.org/10.1007/s12161-014-9814-x
13. Ramakrishna, A. and Ravishankar, G.A., Influence of abiotic stress signals on secondary metabolites in plants, Plant Signal. Behav., 2011, vol. 6, pp. 1720–1731.
14. Sanghera, G.S., Wani, S.H., Hussain, W., and Singh, N.B., Engineering cold stress tolerance in crop plants, Curr. Genomics, 2011, vol. 12, pp. 30–43. https://doi.org/10.2174/138920211794520178
15. Schulz, E., Tohge, T., Zuther, E., et al., Flavonoids are determinants of freezing tolerance and cold acclimation in Arabidopsis thaliana, Sci. Rep., 2016, vol. 6, art. 34027. https://doi.org/10.1038/srep34027
16. Schulz, E., Tohge, T., Zuther, E., et al., Natural variation in flavonol and anthocyanin metabolism during cold acclimation in Arabidopsis thaliana accessions, Plant Cell Environ., 2015, vol. 38, pp. 1658–1672. https://doi.org/10.1111/pce.12518
17. Shamloo, M., Babawale, E.A., Furtado, A., et al., Effects of genotype and temperature on accumulation of plant secondary metabolites in Canadian and Australian wheat grown under controlled environments, Sci. Rep., 2017, vol. 7, art. 9133. https://doi.org/10.1038/s41598-017-09681-5
18. Srivastava, S. and Srivastava, A.K., Hairy root culture for mass-production of high-value secondary metabolites, Crit. Rev. Biotechnol., 2007, vol. 27, pp. 29–43. https://doi.org/10.1080/07388550601173918
19. Wahid, A., Physiological implications of metabolite biosynthesis for net assimilation and heat-stress tolerance of sugarcane (Saccharum officinarum) sprouts, J. Plant Res., 2007, vol. 120, pp. 219–228. https://doi.org/10.1007/s10265-006-0040-5
20. Wang, L., Tu, Y.-C., Lian, T.-W., et al., Distinctive antioxidant and antiinflammatory effects of flavonols, J. Agric. Food Chem., 2006, vol. 54, pp. 9798–9804.https://doi.org/10.1021/jf0620719
21. Wang, S.Y. and Zheng, W., Effect of plant growth temperature on antioxidant capacity in strawberry, J. Agric. Food Chem., 2001, vol. 49, pp. 4977–4982. https://doi.org/10.1021/jf0106244
22. Wu, G., Johnson, S.K., Bornman, J.F., et al., Growth temperature and genotype both play important roles in sorghum grain phenolic composition, Sci. Rep., 2016, vol. 6, art. 21835. https://doi.org/10.1038/srep21835