ISSN 0564-3783  



Головна
Контакти
Архів  
Тематика журналу
Підписка
До уваги авторів
Редколегія
Мобільна версія


In English

Export citations
UNIMARC
BibTeX
RIS





Метилжасмонат и оксид азота в регуляции устьичного аппарата Arabidopsis thaliana

Ястреб Т.О., Колупаев Ю.Е., Кокорев А.И., Горелова Е.И., Дмитриев А.П.

Оригінальна работа 




Исследовали влияние метилжасмоната, доноров и антагонистов оксида азота (NO) на состояние устьиц у растений Arabidopsis thaliana дикого типа (Col-0). Обработка эпидермиса листьев 50–400 мкМ растворами метилжасмоната (МЖ) вызывала уменьшение числа открытых устьиц и размеров устьичной апертуры. Эти эффекты практически полностью устранялись после предварительной обработки эпидермиса скавенджером оксида азота PTIO (2-phenyl-4, 4,5,5-tetramethylimidazoline-1-oxyl-3-oxide) и частично после обработки ингибиторами NO-синтазы животных (L-NAME – NG-nitro-L-arginine methyl ester) и нитратредуктазы (вольфраматом натрия). Доноры оксида азота (L-аргинин и нитрит натрия) в концентрациях 0,5–2,0 мМ также уменьшали количество открытых устьиц и размер устьичной щели. Влияние L-аргинина на состояние устьичного аппарата нивелировалось после предобработки L-NAME, а эффекты нитрита натрия устранялись вольфраматом натрия. Сделано заключение о возможном участии NO, образующегося в результате окисления L-аргинина, а также при восстановлении нитрата/нитрита, в регуляции устьичного аппарата и его роли в реализации влияния МЖ на состояние устьиц у растений A. thaliana.

РЕЗЮМЕ. Досліджували вплив метилжасмонату, донорів та антагоністів оксиду азоту (NO) на стан продихів рослин Arabidopsis thaliana (генотип Col-0). Обробка епідермісу листків 50–400 мкМ розчином метилжасмонату (МЖ) викликала зменшення кількості відкритих продихів і розміру продихової апертури. Ці ефекти практично повністю усувалися попередньою обробкою клітин епідермісу скавенджером оксиду азоту PTIO (2-phenyl-4,4,5,5-tetra-methylimidazoline-1-oxyl-3-oxide) і частково після обробки інгібіторами NO-синтази тварин (L-NA-ME – NG-nitro-L-arginine methyl ester) та нітратредуктази (вольфраматом натрію). Донори оксиду азоту L-аргінін і нітрит натрію в концентраціях діапазону 0,5–2,0 мМ також зменшували кількість відкритих продихів і розмір продихової щілини. Вплив L-аргініну на стан продихового апарату ні-велювався після передобробки L-NAME, а ефекти нітриту натрію усувалися вольфраматом натрію. Зроблено висновок про можливу участь оксиду азоту, що утворюється у результаті окиснення L-аргініну, а також при відновленні нітрату/нітриту, у регуляції продихового апарату, та його роль у реалізації впливу МЖ на стан продихів у рослин A. thaliana.

Ключові слова: Arabidopsis thaliana, устьица, метилжасмонат, оксид азота, L-аргинин, нитрит, сигналинг

Цитологія і генетика 2018, том 52, № 6, C. 10-17

  • Харьковский национальный аграрный университет им. В.В. Докучаева, п/о Докучаевское­2, 62483, Харьков, Украина
  • Харьковский национальный университет им. Н. Каразина, площадь Свободы, 4, 61022, Харьков, Украина
  • Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины, 03143, Киев, ул. академика Заболотного, 148, Украина

E-mail: plant_biology ukr.net, dmitriev.ap gmail.com

Ястреб Т.О., Колупаев Ю.Е., Кокорев А.И., Горелова Е.И., Дмитриев А.П. Метилжасмонат и оксид азота в регуляции устьичного аппарата Arabidopsis thaliana, Цитологія і генетика., 2018, том 52, № 6, C. 10-17.

В "Cytology and Genetics". Якщо тільки можливо, цитуйте статтю по нашій англомовній версії:
T. O. Yastreb, Yu. E. Kolupaev, A. I. Kokorev, E. I. Horielova, A. P. Dmitriev Methyl Jasmonate and Nitric Oxide in Regulation of the Stomatal Apparatus of Arabidopsis thaliana, Cytol Genet., 2018, vol. 52, no. 6, pp. 400–405
DOI: 10.3103/S0095452718060129


Посилання

1. Acharya, B.R. and Assmann, S.M., Hormone interactions in stomatal function, Plant Mol. Biol., 2009, vol. 69, no. 4, pp. 451–462. doi 10.1007/s11103-008-9427-0

2. Sarwat, M. and Tuteja, N., Hormonal signaling to control stomatal movement during drought stress, Plant Gene, 2017, vol. 11, pt. B, pp. 143–53. doi.org/10.1016/ j.plgene.2017.07.007

3. Brosche, M., Merilo, E., Mayer, F., Pechter, P., Puzorjova, I., Brader, G., Kangasjarvi, J., and Kollist, H., Natural variation in ozone sensitivity among Arabidopsis thaliana accessions and its relation to stomatal conductance, Plant Cell Environ., 2010, vol. 33, no. 6, pp. 914–925. doi 10.1111/j.1365-3040.2010.02116.x

4. Montillet, J.L., Leonhardt, N., Mondy, S., Tranchimand, S., Rumeau, D., Boudsocq, M., Garcia, A.V., Douki, T., Bigear, J., Lauriere, C., Chevalier, A., Castresana, C., and Hirt, H., An abscisic acid-independent oxylipin pathway controls stomatal closure and immune defense in Arabidopsis, PLoS Biol., 2013, vol. 11, no. 3. e1001513. doi 10.1371/journal.pbio.1001513Central

5. Miura, K., Okamoto, H., Okuma, E., Shiba, H., Kamada, H., Hasegawa, P.M., and Murata, Y., SIZ1 deficiency causes reduced stomatal aperture and enhanced drought tolerance via controlling salicylic acid-induced accumulation of reactive oxygen species in Arabidopsis, Plant J., 2013, vol. 73, no. 1, pp. 91–104. doi 10.1111/tpj.12014

6. de Ollas, C. and Dodd, I.C., Physiological impacts of ABA–JA interactions under water-limitation, Plant Mol. Biol., 2016, vol. 91, pp. 641–650. doi 10.1007/ s11103-016-0503-6Central

7. Melotto, M., Underwood, W., and He, S.Y., Role of stomata in plant innate immunity and foliar bacterial diseases, Annu. Rev. Phytopathol., 2008, vol. 46, pp. 101–122. doi 10.1146/annurev.phyto.121107.104959Central

8. Munemasa, S., Mori, I.C., and Murata, Y., Methyl jasmonate signaling and signal crosstalk between methyl jasmonate and abscisic acid in guard cells, Plant Signal. Behav., 2011, vol. 6, no. 7, pp. 939–941. doi 10.4161/psb.6.7.15439Central

9. Liu, X., Shi, W., Zhang, S., and Lou, C., Nitric oxide involved in signal transduction of jasmonic acid-induced stomatal closure of Vicia faba L., Chinese Sci. Bull., 2005, vol. 50, no. 6, pp. 520–525. doi 10.1360/982004-794

10. Munemasa, S., Oda, K., Watanabe-Sugimoto, M., Nakamura, Y., Shimoishi, Y., and Murata, Y., The coronatine-insensitive 1 mutation reveals the hormonal signaling interaction between abscisic acid and methyl jasmonate in Arabidopsis guard cells. Specific impairment of ion channel activation and second messenger production, Plant Physiol., 2007, vol. 143, no. 3, pp. 1398–1407. doi 0.1104/pp.106.091298Central

11. Krasylenko, Y.A., Yemets, A.I., and Blume, Y.B., Functional role of nitric oxide in plants, Russ. J. Plant Physiol., 2010, vol. 57, no. 4, pp. 451–461. doi 10.1134/S1021443710040011

12. Roszer, T., Biosynthesis of nitric oxide in plants, in Nitric Oxide in Plants: Metabolism and Role in Stress Physiology, 2014, pp. 17–32. doi 10.1007/978-3-319-06710-0_2

13. Santolini, J., Andrea, F., Jeandroz, S., and Wendehenne, D., Nitric oxide synthase in plants: where do we stand?, Nitric Oxide, 2017, vol. 63, pp. 30–38. doi 10.1016/j.niox.2016.09.005

14. Desikan, R., Griffiths, R., Hancock, J., and Neill, S., A new role for an old enzyme: nitrate reductasemediated nitric oxide generation is required for abscisic acid-induced stomatal closure in Arabidopsis thaliana, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2002, vol. 99, no. 25, pp. 16314–16318. doi 10.1073/pnas.252461999Central

15. Neill, S.J., Desikan, R., Clarke, A., and Hancock, J.T., Nitric oxide is a novel component of abscisic acid signaling in stomatal guard cells, Plant Physiol., 2002, vol. 128, no. 1, pp. 13–16. doi 10.1104/pp.010707Central

16. Gibeaut, D.M., Hulett, J., Cramer, G.R., and Seemann, J.R., Maximal biomass of Arabidopsis thaliana using a simple, low-maintenance hydroponic method and favorable environmental conditions, Plant Physiol., 1997, vol. 115, no. 2, pp. 317–319. doi 10.1104/pp.115.2.317Central

17. Yastreb, T.O., Kolupaev, Yu.E., Shvidenko, N.V., Lugovaya, A.A., and Dmitriev, A.P., Salt stress response in Arabidopsis thaliana plants with defective jasmonate signaling, Appl. Biochem. Microbiol., 2015, vol. 51, no. 4, pp. 451–454. doi 10.1134/S000368381504016X

18. Ramírez, V., Coego, A., López, A., Agorio, A., Flors, V., and Vera, P., Drought tolerance in Arabidopsis is controlled by the OCP3 disease resistance regulator, Plant J., 2009, vol. 58, no. 4, pp. 578–591. doi 10.1111/ j.1365-313X.2009.03804.x

19. Yastreb, T.O., Kolupaev, Yu.E., Lugovaya, A.A., and Dmitriev, A.P., Formation of adaptive reactions in Arabidopsis thaliana wild-type and mutant jin1 plants under action of abscisic acid and salt stress, Cytol. Genet., 2017, vol. 51, no. 5, pp. 325–330. doi 10.3103/ S0095452717050115

20. Chamizo-Ampudia, A., Sanz-Luque, E., Llamas, A., Galvan, A., and Fernandez, E., Nitrate reductase regulates plant nitric oxide homeostasis, Trends Plant Sci., 2017, vol. 22, no. 2, pp. 163–174. doi 10.1016/ j.tplants.2016.12.001

21. Corpas, F.J. and Barroso, J.B., Nitric oxide synthase-like activity in higher plants, Nitric Oxide, 2017, vol. 68, pp. 5–6. doi 10.1016/j.niox.2016.10.009

22. Farnese, F.S., Menezes-Silva, P.E., Gusman, G.S., and Oliveira, J.A., When bad guys become good ones: the key role of reactive oxygen species and nitric oxide in the plant responses to abiotic stress, Front. Plant Sci., 2016, vol. 7, p. 471. doi 10.3389/fpls.2016.00471Central

23. Sami, F., Faizan, M., Faraz, A., Siddiqui, H., Yusuf, M., and Hayat, S., Nitric oxidemediated integrative alterations in plant metabolism to confer abiotic stress tolerance, NO crosstalk with phytohormones and NO-mediated post translational modifications in modulating diverse plant stress, Nitric Oxide, 2018, vol. 73, pp. 22–38. doi 10.1016/j.niox.2017.12.005

24. Gayatri, G., Agurla, S., and Raghavendra, A.S., Nitric oxide in guard cells as an important secondary messenger during stomatal closure, Front. Plant Sci., 2013, vol. 4, p. 425. doi 10.3389/fpls.2013.00425Central

25. Laxalt, A.M., García-Mata, C., and Lamattina, L., The dual role of nitric oxide in guard cells: promoting and attenuating the ABA and phospholipid-derived signals leading to the stomatal closure, Front. Plant Sci., 2016, vol. 7, p. 476. doi 10.3389/fpls.2016.00476Central

26. Hao, F., Zhao, S., Dong, H., Zhang, H., Sun, L., and Miao, C., Nia1 and Nia2 are involved in exogenous salicylic acid-induced nitric oxide generation and stomatal closure in Arabidopsis, J. Integr. Plant Biol., 2010, vol. 52, no. 3, pp. 298–307. doi 10.1111/j.1744-7909.2010.00920.x

27. Fancy, N.N., Bahlmann, A.K., and Loake, G.J., Nitric oxide function in plant abiotic stress, Plant Cell Environ., 2017, vol. 40, no. 4, pp. 462–72. doi 10.1111/pce.12707

28. Scuffi, D., Lamattina, L., and Garcia-Mata, C., Decoding the interaction between nitric oxide and hydrogen sulfide in stomatal movement, in Gasotransmitters in Plants: The Rise of a New Paradigm in Cell Signaling, 2016, pp. 271–288. doi 10.1007/978-3-319-40713-5_13

29. He, J.M., Ma, X.G., Zhang, Y., Sun, T.F., Xu, F.F., Chen, Y.P., Liu, X., and Yue, M., Role and interrelationship of Gα protein, hydrogen peroxide, and nitric oxide in ultraviolet B-induced stomatal closure in Arabidopsis leaves, Plant Physiol., 2013, vol. 161, no. 3, pp. 1570–1583. doi 10.1104/pp.112.211623Central

30. Wimalasekera, R., Villar, C., Begum, T., and Scherer, G.F., Copper amine oxidase1 (CuAO) of Arabidopsis thaliana contributes to abscisic acid- and polyamine-induced nitric oxide biosynthesis and abscisic acid signal transduction, Mol. Plant., 2001, vol. 4, no. 4, pp. 663–678. doi 10.1093/mp/ssr023

31. Gupta, K.J. and Kaiser, W.M., Production and scavenging of nitric oxide by barley root mitochondria, Plant Cell Physiol., 2010, vol. 51, no. 4, pp. 576–584. doi 10.1093/pcp/pcq022

32. Glyan’ko, A.K., Initiation of nitric oxide (NO) synthesis in roots of etiolated seedlings of pea (Pisum sativum L.) under the influence of nitrogen-containing compounds, Biochemistry (Moscow), 2013, vol. 78, no. 5, pp. 471–476. doi 10.1134/S0006297913050052

Copyright© ICBGE 2002-2021 Coded & Designed by Volodymyr Duplij Modified 20.09.21