ISSN 0564-3783  



Головна
Контакти
Архів  
Тематика журналу
Підписка
До уваги авторів
Редколегія
Мобільна версія


In English

Export citations
UNIMARC
BibTeX
RIS





Морфологічні та молекулярно-цитогенетичні характеристики гігантських ооцитів людини

Петрушко М.П., Будерацька Н.О., Гонтар Ю.В., Юрчук Т.О.

Оригінальна работа 




Питання доцільності використання ооцитів з морфологічним дизморфізмом у програмах допоміжних репродуктивних технологій є дискусійним. Метою роботи була оцінка морфологічних та молекулярно-цитогенетичних характеристик збільшених за розмірами ооцитів та прогнозування їх подальшого використання для запліднення. Із 774 ооцитів, вилучених у 80 пацієнток, 83 (11 %) – мали збільшений розмір. За даними морфометричного аналізу діаметр ооплазми становив (176,67 ± 1,76) мкм, з урахуванням ZP – (200,8 ± 4,24) мкм. На стадії метафаза ІІ знаходилися 47 (56,6 %) гіганських ооцитів, метафаза І – 26 (31,3 %), профаза – 10 (12,1 %). Вилучені гігант-ські ооцити характеризувалися дизморфізмом ендота екзоцитоплазматичних структур. На стадії метафаза ІІ знаходилися 47 клітин, з них 40 (85,1 %) ооцитів мали 2 полярних тіла, 3 (6,4 %) – 1 полярне тіло, а в 4-х (8,5 %) клітинах полярне тіло було фрагментоване. Методом поляризаційної мікроскопії у 39-ти (83 %) ооцитах візуалізували 2 веретена поділу, в 3-х (6,4 %) – 1, в 5-ти (10,6 %) ооцитах – не візуалізували, хоча полярні тіла були присутні. Після запліднення 47 ооцитів на стадії метафаза ІІ пронуклеуси було виявлено у 42-х (89,4 %) клітинах, з них в 9-ти (21,4 %) ооцитах візуалізували 2 пронуклеуси, в 27-х (63,3 %) – 3, в 6-х (15,3 %) – 4. Методом молекулярно-цитогенетичного аналізу було доведено, що ембріони, отримані після запліднення гігантських ооцитів, мають поліплоїдний набір хромосом. Таким чином, результати нашого дослідження доводять недоцільність використання збільшених за розмірами ооцитів для подальшого їх запліднення.

Ключові слова: ооцити, гіганські ооцити, морфоло-гічні характеристики, молекулярно-цитогенетичний аналіз

Цитологія і генетика 2021, том 55, № 2, C. 32-39

  1. Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України вул. Переяславська, 23, 61016 Харків
  2. Медичний центр «ІГР», проспект Перемоги, 121 В, 02000 Київ

E-mail: Nataly_igr ukr.net, petrushkomarina gmail.com, genetics­j yandex.ru, taisiya.yur gmail.com

Петрушко М.П., Будерацька Н.О., Гонтар Ю.В., Юрчук Т.О. Морфологічні та молекулярно-цитогенетичні характеристики гігантських ооцитів людини, Цитологія і генетика., 2021, том 55, № 2, C. 32-39.

В "Cytology and Genetics". Якщо тільки можливо, цитуйте статтю по нашій англомовній версії:
M. P. Petrushko, N. O. Buderatska, J. V. Gontar & T. O. Yurchuk Morphological and Molecular Cytogenetic Characteristics of Giant Human Oocytes, Cytol Genet., 2021, vol. 55, no. 2, pp. 132–137
DOI: 10.3103/S0095452721020110


Посилання

1. Almeida, P.A. and Bolton, V.N., Immaturity and chromosomal abnormalities in oocytes that fail to develop pronuclei following insemination in vitro, Hum. Reprod., 1993, vol. 8, no. 2, pp. 229–232. doihttps://doi.org/10.1093/oxfordjournals.humrep.a138028

2. Balaban, B. and Urman, B., Effect of oocyte morphology on embryo development and implantation, Reprod. Biomed. Online, 2006, vol. 12, no. 5, pp. 608–615. https://doi.org/10.1016/s1472-6483(10)61187-x

3. Balakier, H., Bouman, D., Sojecki, A., et al., Morphological and cytogenetic analysis of human giant oocytes and giant embryos, Hum. Reprod., 2002, vol. 17, no. 9, pp. 2394–2401. https://doi.org/10.1093/humrep/17.9.2394

4. Bilinski, S.M., Kloc, M., and Tworzydlo, W., Selection of mitochondria in female germline cells: is Balbiani body implicated in this process?, J. Assist. Reprod. Genet., 2017, vol. 34, no. 11, pp. 1405–1412. https://doi.org/10.1007/s10815-017-1006-3

5. Bosch, E., Labarta, E., Kolibianakis, E., et al., Super-ovulation induced changes of lipid metabolism in ovaries and embryos and its probable mechanism, PLoS One, 2015, vol. 10, no. 7. e0132638. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0132638

6. Brunet, S. and Verlhac, M.H., Positioning to get out of meiosis: the asymmetry of division, Hum. Reprod. Update, 2011, vol. 17, no. 1, pp. 68–75. https://doi.org/10.1093/humupd/dmq044

7. Buderatska, N.O. and Petrushko, M.P., Variability of morphological parameters as a prognostic criterion of human oocyte cryopreservation, Morphologia, 2017, vol. 10, no. 4, pp. 18– 22. https://doi.org/10.26641/1997-9665.2016.4.18-22

8. Buderatska, N., Gontar, J., Ilyin, I., et al., Does human oocyte cryopreservation affect equally on embryo chromosome aneuploidy?, Cryobiology, 2020, vol. 93, pp. 33–36. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2020.03.002

9. Burkhardt, S., Borsos, M., Szydlowska, A., et al., Chromosome cohesion established by rec8-cohesin in fetal oocytes is maintained without detectable turnover in oocytes arrested for months in mice, Curr. Biol., 2016, vol. 26, no. 5, pp. 678–685. https://doi.org/10.1016/j.cub.2015.12.073

10. Conti, M. and Franciosi, F., Acquisition of oocyte competence to develop as an embryo: integrated nuclear and cytoplasmic events, Hum. Reprod. Update, 2018, vol. 24, no. 3, pp. 245–266. https://doi.org/10.1093/humupd/dmx040

11. Delhanty, J.D., SenGupta, S.B., and Ghevaria, H., How common is germinal mosaicism that leads to pre-meiotic aneuploidy in the female?, J. Assist. Reprod. Genet., 2019, vol. 36, no. 12, pp. 2403–2418. https://doi.org/10.1007/s10815-019-01596-6

12. Egozcue, S., Blanco, J., Vidal, F., et al., Diploid sperm and the origin of triploidy, Hum. Reprod., 2002, vol. 17, no. 1, pp. 5–7. https://doi.org/10.1093/humrep/17.1.5

13. Elkouby, Y.M., Jamieson-Lucy, A., and Mullins, M.C., Oocyte polarization is coupled to the chromosomal bouquet, a conserved polarized nuclear configuration in meiosis, PLoS Biol., 2016, vol. 14, no. 1. e1002335. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1002335

14. Escobar-Aguirre, M., Zhang, H., Jamieson-Lucy, A., et al., Microtubule–actin crosslinking factor 1 (Macf1) domain function in Balbiani body dissociation and nuclear positioning, PLoS Genet., 2017, vol. 13, no. 9. e1006983. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1006983

15. Garcia-Cruz, R., Brieco, M.A., Roig, I., et al., Dynamics of cohesin proteins REC8, STAG3, SMC1 beta and SMC3 are consistent with a role in sister chromatid cohesion during meiosis in human oocytes, Hum. Reprod., 2010, vol. 25, no. 9, pp. 2316–2327. https://doi.org/10.1093/humrep/deq180

16. Heim, A.E., Hartung, O., Rothhamel, S., et al., Oocyte polarity requires a Bucky ball-dependent feedback amplification loop, Development, 2014, vol. 141, no. 4, pp. 842–854. https://doi.org/10.1242/dev.090449

17. Lehner, A., Kaszas, Z., Murber, A., et al., Giant oocytes in human in vitro fertilization treatments, Arch. Gynecol. Obstet., 2015, vol. 292, no. 3, pp. 697–703. https://doi.org/10.1007/s00404-015-3679-0

18. Machtinger, R., Politch, J.A., Hornstein, M.D., et al., A giant oocyte in a cohort of retrieved oocytes: does it have any effect on the in vitro fertilization cycle outcome?, Fertil. Steril., 2011, vol. 95, no. 2, pp. 573–576. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2010.06.037

19. Mahadevan, M.M., Fleetham, J., Long-Simpson, L., et al., Recovery of a preovulatory binucleate oocyte in a patient following induction of ovulation for in vitro fertilization, J. In Vitro Fert. Embryo Transf., 1988, vol. 5, no. 5, pp. 299–300. https://doi.org/10.1007/BF01132182

20. Martin, R.H., Meiotic errors in human oogenesis and spermatogenesis, Reprod. Biomed. Online, 2008, vol. 16, no. 4, pp. 523–531. https://doi.org/10.1016/s1472-6483(10)60459-2

21. McFadden, D.E., Jiang, R., and Langlois, S., Dispermy—origin of diandric triploidy: brief communication, Hum. Reprod., 2002, vol. 17, no. 12, pp. 3037–3038. https://doi.org/10.1093/hum-rep/17.12.3037

22. Munné, S., Alikani, M., and Cohen, J., Monospermic polyploidy and atypical embryo morphology, Hum. Reprod., 1994, vol. 9, no. 3, pp. 506–510. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.humrep.a138536

23. Pampalona, J., Frías, C., Genesca, A., et al., Progressive telomere dysfunction causes cytokinesis failure and leads to the accumulation of polyploid cells, PLoS Genet., 2012, vol. 8, no. 4. e1002679. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002679

24. Pellestor, F., Andréo, B., Arnal, F., et al., Mechanisms of non-disjunction in human female meiosis: the coexistence of two modes of malsegregation evidenced by the karyotyping of 1397 in-vitro unfertilized oocytes, Hum. Reprod., 2002, vol. 17, no. 8, pp. 2134–2145. https://doi.org/10.1093/humrep/17.8.2134

25. Petrushko, M.P., Yurchuk, T.O., and Buderatska, N.O., Oolemma invagination of fresh and cryopreserved human oocytes during in vitro fertilization by ICSI, Probl. Cryobiol. Cryomed., 2018, vol. 28, no. 3, pp. 258–265. https://doi.org/10.15407/cryo28.03.258

26. Reader, K.L., Stanton, J.L., and Juengel, J.L., The role of oocyte organelles in determining developmental competence, Biology (Basel), 2017, vol. 6, no. 3, p. 35. https://doi.org/10.3390/biology6030035

27. Rienzi, L., Balaban, B., Ebner, T., et al., The oocyte, Hum. Reprod., 2012, vol. 27, suppl. 1, pp. i2–i21. https://doi.org/10.1093/hum-rep/des200

28. Roeles, J. and Tsiavaliaris, G., Actin-microtubule interplay coordinates spindle assembly in human oocytes, Nat. Commun., 2019, vol. 10, no. 1, p. 4651. https://doi.org/10.1038/s41467-019-12674-9

29. Rosenbusch, B., Mechanisms giving rise to triploid zygotes during assisted reproduction, Fertil. Steril., 2008, vol. 90, no. 1, pp. 49–55. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2007.06.031x

30. Rosenbusch, B., The potential significance of binovular follicles and binucleate giant oocytes for the development of genetic abnormalities, J. Genet., 2012, vol. 91, no. 3, pp. 397–404. https://doi.org/10.1007/s12041-012-0195-x

31. Soewarto, D., Schmiady, H., and Eichenlaub-Ritter, U., Consequences of non-extrusion of the first polar body and control of the sequential segregation of homologues and chromatids in mammalian oocytes, Hum. Reprod., 1995, vol. 10, no. 9, pp. 2350–2360. https://doi.org/10.1093/oxford-journals.humrep.a136298

32. Storchova, Z. and Kuffer, C., The consequences of tetraploidy and aneuploidy, J. Cell Sci., 2008, vol. 121, pt. 23, pp. 3859–3866. https://doi.org/10.1242/jcs.039537

33. Tsutsumi, M., Fujiwara, R., Nishizawa, H., et al., Age-related decrease of meiotic cohesins in human oocytes, PLoS One, 2014, vol. 9, no. 5. e96710. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0096710

34. Ullah, Z., Lee, C.Y., and Lilly, M.A., Developmentally programmed endoreduplication in animals, Cell Cycle, 2009, vol. 8, no. 10, pp. 1501–1509. https://doi.org/10.4161/cc.8.10.8325

35. Verlhac, M.H. and Terret, M.E., Oocyte maturation and development, F1000Res, 2016, vol. 5. https://doi.org/10.12688/f1000re-search.7892.1

36. Wang, L.Y., Wang, N., Le, F., et al., Superovulation induced changes of lipid metabolism in ovaries and embryos and its probable mechanism, PLoS One, 2015, vol. 10, no. 7. e0132638. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0132638

37. Yi, K. and Li, R., Actin cytoskeleton in cell polarity and asymmetric division during mouse oocyte maturation, Cytoskeleton (Hoboken), 2012, vol. 69, no. 10, pp. 727–737. https://doi.org/10.1002/cm.21048

38. Yurchuk, T.O., Buderatska, N.O., Ilyin, I.E., et al., Morphological characteristics of the first polar body of oocytes and results of embryos PGT-A, Morphologia, 2019, vol. 13, no. 4, pp. 50–54. https://doi.org/10.26641/1997-9665.2019.4.50-54

Copyright© ICBGE 2002-2021 Coded & Designed by Volodymyr Duplij Modified 22.10.21