ISSN 0564-3783  



Головна
Контакти
Архів  
Тематика журналу
Підписка
До уваги авторів
Редколегія
Мобільна версія


In English

Export citations
UNIMARC
BibTeX
RIS





IRAP-аналіз трансгенних рослин пшениці з дволанцюговим РНК-супресором гена проліндегідрогенази

Моргун Б.В., Дубровна О.В.

Оригінальна работа 




РЕЗЮМЕ. Методом IRAP анализа проанализирован уровень полиморфизма участков ДНК, фланкированных инвертированными LTR повторами ретротранспозонов, у генетически модифицированных растений пшеницы, содержащих двухцепочечный РНК-супрессор гена пролиндегидрогеназы, полученных методом Agrobacterium-опосредованной трансформации в культуре in vitro. При использовании всех высокоэффективных праймеров к ретротранспозонам Sukkula, Sabrina, Wham, Nikita и Wilma1 у трансгенных растений полиморфизма ДНК обнаружено не было. В условиях проведенного эксперимента нами не зарегистрировано исчезновение ампликонов в ДНК профилях ПЦР, что может свидетельствовать об отсутствии перестроек в сайтах связывания с праймером и в исследуемых локусах, фланкированных LTR ретротранспозонов. В спектрах продуктов амплификации ДНК не отмечено появления новых ампликонов, что свидетельствует об отсутствии активации транспозиционной активности мобильных генетических элементов у изученых трансгенных растений с двухцепочечным РНК-супресором гена пролиндегидрогеназы. Для расширения спектра амп-ликонов в продуктах ПЦР исследуемых образцов была испытана методика сочетания IRAP-праймеров к различным ретротранспозонам в одной реакции. Экспериментальным путем были подобраны пары IRAP-праймеров, однако и при использование этого способа не было обнаружено исчезновения или появления новых полиморфных фрагментов. Отсутствие полиморфизма ДНК у трансгенных растений с двухцепочечным РНК-супресором гена пролиндегидрогеназы возможно может быть связано с явлением РНК-интерференции, которая подавляет активность ретротранспозонов.

Методом IRAP аналізу проаналізовано рівень поліморфізму ділянок ДНК, фланкованих інвертованими LTR повторами ретротранспозонів, у генетично-модифікованих рослин пшениці, що містять дволанцюговий РНК-супресор гена проліндегідрогенази, отриманих шляхом Agrobacterium-опосередкованої трансформації в культурі in vitro. За використання високоефективних праймерів до ретротранспозонів Sukkula, Sabrina, Wham, Nikita та Wilma1 у трансгенних рослин поліморфізму ДНК виявлено не було. За умов проведеного експерименту нами не зареєстровано зникнення ампліконів у ДНК профілях ПЛР, що може свідчити про відсутність перебудов у сайтах зв’язування з праймером та в досліджуваних локусах. У спектрах продуктів ампліфікації ДНК не відмічено появи нових ампліконів, що свідчить про відсутність активації транспозиційної активності МГЕ у досліджених трансгенних рослин з дволанцюговим РНК-супресором гена проліндегідрогенази. Для розширення спектру ампліконів у продуктах ПЛР досліджуваних зразків була випробовувана методика поєднання IRAP-праймерів до різних ретротранспозонів в одній реакції. Експериментальним шляхом були підібрані пари IRAP-праймерів, проте і за використання цього способу не було виявлено зникнення або появи нових поліморфних фрагментів. Відсутність поліморфізму ДНК у трансгенних рослин з дволанцюговим РНК-супресором гена проліндегідрогенази, можливо, може бути пов’язана з явищем РНК-інтерференції, яка пригнічує активність ретротранспозонів.

Ключові слова: Triticum aestivum, Agrobacterium-опосредованная трансформация, Ретротранспозон, IRAP ПЦР
Triticum aestivum, Agrobacterium-опосередкована трансформація, ретротранспозони, IRAP ПЛР

Цитологія і генетика 2019, том 53, № 5, C. 46-55

  1. Інститут фізіології рослин і генетики Національної академії наук України, 03022, Київ, вул. Васильківська, 31/17
  2. Інститут клітинної біології та генетичної інженерії Національної академії наук України, 03143, Київ, вул. Академіка Заболотного, 148

E-mail: molgen icbge.org.ua, dubrovny ukr.net

Моргун Б.В., Дубровна О.В. IRAP-аналіз трансгенних рослин пшениці з дволанцюговим РНК-супресором гена проліндегідрогенази, Цитологія і генетика., 2019, том 53, № 5, C. 46-55.

В "Cytology and Genetics". Якщо тільки можливо, цитуйте статтю по нашій англомовній версії:
B. V. Morgun, O. V. Dubrovna IRAP Analysis of Transgenic Wheat Plants with a Double-Stranded RNA Suppressor of the Proline Dehydrogenase Gene, Cytol Genet., 2019, vol. 53, no. 5, pp. 384–391
DOI: 10.3103/S0095452719050116


Посилання

1. Abdul, R., Ma, Z., and Wang, H., Genetic transformation of wheat (Triticum aestivum L.): a review, Triticeae Genom. Genet., 2010, no. 4, pp. 1–7. https://doi.org/10.5376/tgg.2010.01.0002

2. Hiei, Y., Ishida, Y., and Komari, T., Progress of cereal transformation technology mediated by Agrobacterium tumefaciens, Front. Plant Sci., 2014, no. 5, pp. 1–11. https://doi.org/10.3389/fpls.2014.00628

3. El-Mangoury, K., Abdrabou, R., Yasien, M., and Fahmy, A., Optimization of a transformation system for three Egyptian wheat cultivars using immature embryo-derived callus via microprojectile bombardment, Arab. J. Biotech., 2006, no. 1, pp. 175–188.

4. Ding, L., Li, S., Gao, J., Wang, Y., Yang, G., and He, G., Optimization of Agrobacterium-mediated transformation conditions in mature embryos of elite wheat, Mol. Biol. Rep., 2009, no. 36, pp. 29–36. https://doi.org/10.1007/s11033-007-9148-5

5. Jones, H., Doherty, A., and Wu, H., Review of methodologies and a protocol for the Agrobacterium mediated transformation of wheat, Plant Methods, 2005, no. 1, pp. 1–5. https://doi.org/10.1186/1746-4811-1-5

6. Choi, H.W., Lemaux, P.G., and Cho, M.-J., Increased chromosomal variation in transgenic versus nontransgenic barley (Hordeum vulgare L.) plants, Crop Sci., 2000, no. 40, pp. 524–533.

7. Choi, H.W., Lemaux, P.G., and Cho, M.-J., High frequency of cytogenetic aberration in transgenic oat (Avena sativa L.) plants, Plant Sci., 2001, no. 160, pp. 763–772. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(01)00369-7

8. Labra, M., Savini, C., Bracale, M., Pelucchi, N., Colombo, L., Bardini, M., and Sala, F., Genomic changes in transgenic rice (Oryza sativa L.) plants produced by infecting calli with Agrobacterium tumefaciens, Plant Cell Rep., no. 20, pp. 325–330.

9. Enikeev, A.G., Kopytina, T.V., Semenova, L.A., Natyaganova, A.V., Gamanetz, L.V., and Volkova, O.D., Agrobacterium transformation as complex biotical stressing factor, J. Stress Physiol. Biochem., 2008, vol. 4, no. 1, pp. 11–19.

10. Filleur, S., Dorbe, M.F., and Cerezo, M., An Arabidopsis T-DNA mutant affected in Nrt2 genes is impaired in nitrate uptake, FEBS Lett., 2001, vol. 489, no. 23, pp. 220–224.

11. Flugge, U.I. and Klosgen, R.B., Characterization of a T-DNA insertion mutant for the protein import receptor at Toc33 from chloroplasts, Mol. Genet. Genom., 2004, vol. 272, no. 4, pp. 379–396.

12. Gaspar, Y., Nam, J., Schultz, C., Lee, L., Gilson, P., Gelvin, S., and Bacic, A., Characterization of the Arabidopsis lysine-rich arabinogalactan-protein AtAGP17 mutant (rat1) that results in a decreased efficiency of Agrobacterium transformation, Plant Physiol., 2004, vol. 135, no. 4, pp. 2162–2171. https://doi.org/10.1104/pp.104.045542

13. Leonard, J.M., Bollmann, S.R., and Hays, J.B., Reduction of stability of Arabidopsis genomic and transgenic DNA-repeat sequences (microsatellites) by inactivation of AtMSH2 mismatch-repair function, Plant Physiol., 2003, vol. 133, no. 1, pp. 328–338. https://doi.org/10.1104/pp.103.023952

14. Muller, K., Heller, H., and Doerfier, W., Foreign DNA integration. Genome-wide perturbations of methylation and transcription in the recipient genomes, J. Biol. Chem., 2001, no, 276, pp. 14271–14278. https://doi.org/10.1074/jbc.M009380200

15. Matzke, A.J.M. and Matzke, M.A., Position effects and epigenetic silencing of plant transgenes, Curr. Opin. Plant Biol., 1998, no. 1, pp. 142–148. https://doi.org/10.1016/S1369-5266(98)80016-2

16. Matzke, M.A., Mette, M.F., and Matzke, A.J.M., Transgene silencing by the host genome defense: implications for the evolution of epigenetic control mechanisms in plants and vertebrates, Plant Mol. Biol., 2000, no. 43, pp. 401–415.

17. Kidwell, M.G. and Lisch, D.R., Hybrid genetics. Transposons unbound, Nature, 1998, no. 393, pp. 22–23. https://doi.org/10.1038/29889

18. Kidwell, M.G. and Lisch, D.R., Transposable elements and host genome evolution, Trends Ecol. Evol., 2000, no. 15, pp. 95–99. https://doi.org/10.1016/S0169-5347(99)01817-0

19. Kumar, A. and Bennetzen, J., Plant retrotransposons, Annu. Rev. Genet., 1999, no. 33, pp. 479–532. https://doi.org/10.1146/annurev.genet.33.1.479

20. Todorovska, E., Retrotransposons and their role in plant-genome evolution, Biotechnol. Biotechnol. Equip., 2007, no. 21, pp. 294–305. https://doi.org/10.1080/13102818.2007.10817464

21. Kalendar, R., Grob, T., Regina, M., Suoniemi, A., and Schulman, A., IRAP and REMAP: two new retrotransposon-based DNA fingerprinting techniques, Theor. Appl. Genet., 1999, vol. 98, no. 5, pp. 704–711.

22. Kalendar, R. and Schulman, A., IRAP and REMAP for retrotransposon-based genotyping and fingerprinting, Nat. Protoc., 2006, vol. 1, no. 5, pp. 2478–2484. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.377

23. Leigh, F., Kalendar, R., Lea, V., Lee, D., Donini, P., and Schulman, A., Comparison of the utility of barley retrotransposon families for genetic analysis by molecular marker techniques, Mol. Gen. Genom., 2003, no. 269, pp. 464–474. https://doi.org/10.1007/s00438-003-0850-2

24. Schnell, J., Steele, M., Bean, J., Neuspiel, M., Girard, C., Dormann, N., Pearson, C., Savoie, A., Bourbonniere, L., and Macdonald, P., A comparative analysis of insertional effects in genetically engineered plants: considerations for pre-market assessments, Transgen. Res., 2015, vol. 24, no. 1, pp. 1–17. https://doi.org/10.1007/s11248-014-9843-7

25. Kaya, Y., Yilmaz, S., Gozukirmizi, N., and Huyop, F., Evaluation of transgenic Nicotiana tabacum with dehE gene using transposon based IRAP markers, Am. J. Plant Sci., 2013, vol. 4, no. 8A, pp. 41–44. https://doi.org/10.4236/ajps.2013.48A005

26. Rao, J., Yang, L., Guo, J., Quan, S., Chen, G., Zhao, X., Zhang, D., and Shi, J., Development of event-specific qualitative and quantitative PCR detection methods for the transgenic maize BVLA430101, Eur. Food Res. Technol., 2016, vol. 242, no. 8, pp. 1277–1284.

27. Bavol, A.V., Dubrovna, O.V., and Morgun, B.V., Genetic transformation and analysis of wheat transgenic cell lines by IRAP-PCR, Biotechnol. Acta, 2013, vol. 6, no. 6, pp. 113–119.

28. Bhatt, A., Lister, C., Crawford, N., and Dean, C., The transposition frequency of Tag1 elements is increased in transgenic Arabidopsis lines, Plant Cell, 1998, no. 10, pp. 427–434.

29. Wu, R., Guo, W., Wang, X., Wang, X., Zhuang, T., Clarke, J., and Liu, B., Unintended consequence of plant transformation: biolistic transformation caused transpositional activation of an endogenous retrotransposon Tos17 in rice ssp. japonica cv. Matsumae, Plant Cell Rep., 2009, vol. 28, no. 7, pp. 1043–1051. https://doi.org/10.1007/s00299-009-0704-4

30. Yuzbasioglu, G., Marakli, S., and Gozukirmizi, N., Screening of Oryza sativa L. for hpt gene and evaluation of hpt positive samples using Houba retransposon-based IRAP markers, Turk. J. Agric. Res., 2017, vol. 4, no. 1, pp. 59–64. https://doi.org/10.19159/tutad.300702

31. Dubrovna, O.V., Goncharuk, O.M., and Velikozhon, L.G., IRAP-analysis of genetically modified wheat plants obtained by Agrobacterium-mediated transformation in vitro, Fiziol. Rast. Genet., 2017, vol. 49, no. 2, pp. 110–119. https://doi.org/10.15407/frg2017.02.110

32. Bavol, A.V., Dubrovna, O.V., Goncharuk, O.M., and Voronova, S.S., Agrobacterium-mediated transformation of wheat using calli culture, Fakt. Eksp. Evol. Organism., 2014, no. 15, pp. 16–19.

33. Trebichalsko, A., Kalendar, R., Schulman, A., Stra-tula, O., Galova, Z., Balazova, Z., and Chnapek, M., Detection of genetic relationships among spring and winter triticale (Triticosecale Witt.) and rye cultivars (Secale cereale L.) by using retrotransposon-based markers, Czech J. Genet. Plant Breed., 2013, no. 49, pp. 171–174.

34. Bavol, A.V., Velikozhon, L.G., Pykalo, S.V., and Dubrovna, O.V., IRAP-analysis of triticale plants regenerants, resistant to water deficit, Fakt. Eksp. Evol. Organism., 2016, no. 19, pp. 73–78.

35. Bhattm, A.M., Lister, C., Crawford, N., and Dean, C., The transposition frequency of Tag1 elements is increased in transgenic Arabidopsis lines, Plant Cell, 1998, no. 10, pp. 427–434.

36. Casacuberta, J.M. and Santiago, N., Plant LTR-retrotransposons and MITEs: control of transposition and impact on the evolution of plant genes and genomes, Gene, 2003, no. 311, pp. 1–11. https://doi.org/10.1016/S0378-1119(03)00557-2

37. Lister, R., O’Malley R., Tonti-Filippini J., Gregory B., Berry C., Miller A., Ecker J. Highly integrated single-base resolution maps of the epigenome in Arabidopsis, Cell, 2008, no. 133, pp. 523–536. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.03.029

38. Choulet, F., Wicker, T., Rustenholz, C., Paux, E., Salse, J., Leroy, P., Schlub, S., Le Paslier, M., Magdelenat, G., Gonthier, C., Couloux, A., Budak, H., Breen, J., Pumphrey, M., Liu, S., Kong, X., Jia, J., Gut, M., Brunel, D., Anderson, J., Gill, B., Appels, R., Keller, B., and Feuillet, C., Megabase level sequencing reveals contrasted organization and evolution patterns of the wheat gene and transposable element spaces, Plant Cell, 2010, vol. 22, no. 6, pp. 1686–1701. https://doi.org/10.1105/tpc.110.074187

39. Vicient, C.M., Transcriptional activity of transposable elements in maize, BMC Genomics, 2010, vol. 11, no. 601, pp. 1–10. https://doi.org/10.1186/1471-2164-11-601

40. Tishchenko, O.M., Komisarenko, A.G., Mykhalska, S.I., Sergeeva, L.E., Adamenko, N.I., Morgun, B.V., and Kochetov, A.V., Agrobacterium-mediated transformation of sunflower (Helianthus annuus L.) in vitro and in planta using LBA4404 strain harboring binary vector pBI2E with dsRNA-suppressor of proline dehydrogenase gene, Cytol. Genet., 2014, vol. 48, no. 4, pp. 218–226. https://doi.org/10.3103/S0095452714040094

41. Martienssen, R.A. and Colot, V., DNA methylation and epigenetic inheritance in plants and filamentous fungi, Science, 2001, vol. 293, pp. 1070–1074. https://doi.org/10.1126/science.293.5532.1070

42. Mello, C.C. and Conte, D., Jr., Revealing the world of RNA interference, Nature, 2004, vol. 431, pp. 338–342. https://doi.org/10.1038/nature02872

43. Meister, G. and Tuschl, T., Mechanisms of gene silencing by double-stranded RNA, Nature, 2004, vol. 431, pp. 343–9.

44. Verdel, A., Jia, S., Gerber, S., Sugiyama, T., Gygi, S., Grewal, S.I., and Moazed, D., RNAi-mediated targeting of heterochromatin by the RITS complex, Science, 2004, vol. 303, no. 5658, pp. 672–676. https://doi.org/10.1126/science.1093686

45. Mette, M.F., Aufsatz, W., van der Winden, J., Matzke, M.A., and Matzke, A.J., Transcriptional silencing and promoter methylation triggered by double-stranded RNA, EMBO J., 2000, pp. 5194–5201. https://doi.org/10.1093/emboj/19.19.5194

46. Gvozdev, V.A., Mobile genes and RNA interference, Genetics, 2003, vol. 39, pp. 151–156.

47. Makarova, Yu.A. and Cramers, D.A., Noncoding RNA, Biochemistry, 2007, vol. 72, no. 11, pp. 1427–1448.

48. Alder, M.N., Dames, S., Gaudet, J., and Mango, S.E., Gene silencing in Caenorhabditis elegans by transitive RNA interference, RNA, 2003, vol. 9, pp. 25–32.

49. Sijen, T., Fleenor, J., Simmer, F., Thijssen, K.L., Parrish, S., Timmons, L., Plasterk, R.H., and Fire, A., On the role of RNA amplification in dsRNA-triggered gene silencing, Cell, 2001, vol. 107, pp. 465–476.

Copyright© ICBGE 2002-2021 Coded & Designed by Volodymyr Duplij Modified 24.09.21