РЕЗЮМЕ. У цьому дослідженні було проведено оптимізацію найкращих поєднань концентрацій BAP (бензил-амінопурину), TDZ (тідіазурону) і нітрату срібла (AgNO3) з метою мікропропагації гвоздики садової (Dianthus caryophyllus L) cv. Irene. Генетичну цілісність мікророслин різних поколінь було встановлено за допомогою маркерів ISSR. Результати цього дослідження показали, що гелеві середовища MS з додаванням BAP (0,5 мг/л–1) і AgNO3 (1,5 мг/л–1) мали максимальну проліферацію пагонів, хорошу довжину пагона і значно знижену гідратацію. Також у нашому дослідженні було визначено, що надмірна гідратація значно знижувалася завдяки підвищенню концентрації AgNO3 порівняно з контролем. Високий рівень AgNO3 в середовищі MS не допоміг знизити надмірну гідратацію. Інше поєднання TDZ (1,0 мг/л–1) та AgNO3 (0,5 мг/л–1) в гелевому середовищі MS дозволило отримати максимальну проліферацію пагонів, довжину пагонів з мінімальним рівнем надмірної гідратації, які показали нормальний ріст і розвиток порівняно з контролем та іншими способами обробки. Це поєднання концентрацій показало свою ефективність у зниженні надмірної гідратації та підвищенні проліферації пагонів. Оскільки TDZ у поєднанні з AgNO3 мав значний вплив на зниження надмірної гідратації, це поєднання концентрацій використали для просування наступного покоління до субкультури (SC10) за допомогою материнських мікророслин (SC1), відібраних з реакцій на найкращу концентрацію, щоб дізнатися генетичну цілісність серед різних поколінь. Мікророслини, які не мали надмірної гідратації, використали для оцінки генетичної цілісності за допомогою маркерів ISSR. Було використано чотирнадцять маркерів ISSR, які дали хорошу ампліфікацію, було отримано 616 смуг із середньою кількістю 44 ампліконів на праймер із мікророслин, вирощених in vitro, включно з материнською рослиною, на яких характер смугастості був уніфікованим і гомогенним. Результати цього дослідження можуть сприяти у вивченні застосування маркерів ISSR з метою встановлення генетичної цілісності мікророслин гвоздики садової, вирощених in vitro.
Ключові слова: гвоздика, клональна цілісність, надмірна гідратація, маркери ISSR, мікропропагування, регулятори росту рослин, нітрат срібла, TDZ, мікророслини, відповідні типу
Повний текст та додаткові матеріали
Цитована література
Arif, M., Rauf, S., Din, A.U., Rauf, M., and Afrasiab, H., High frequency plant regeneration from leaf derived callus of Dianthus caryophyllus L., Am. J. Plant Sci., 2014, vol. 5, pp. 2454–2463.
Bhatia, R., Singh, K.P., Sharma, T.R., and Jhang, T., Evaluation of the genetic fidelity of in vitro propagated gerbera (Gerbera jamesonii Bolus) using DNA-based markers, Plant Cell, Tissue Organ Cult., 2011, vol. 104, pp. 131–135.
Chae, S.C. and Park, S.U., Improved shoot organogenesis of Echinacea angustifolia DC treated with ethylene inhibitors, Life Sci. J., 2012, vol. 9, pp. 1725–1728.
Cruz de Carvalho, M.H.B., Van Le, Y., Zuily-Fodil, Y., et al., Efficient whole plant regeneration of common bean (Phaseolus vulgaris L.) using thin-cell-layer culture and silver nitrate, Plant Sci., 2000, vol. 159, pp. 223–232.
Donelly, V.A. and Vidaver, W., Leaf anatomy of red raspberry transferred from culture to soil, J. Am. Soc. Hort. Sci., 1984, vol. 109, pp. 172–176.
Doyle, J.J. and Doyle, J.L., Isolation of plant DNA from fresh tissue, Focus, 1990, vol. 12, pp. 13–15.
Esmaiel, N.N., Al-Doss, A.A., and Barakat, M.N., An assessment of in vitro culture and plant regeneration from leaf base explants in carnation (Dianthus caryophyllus L.), J. Food Agric. Environ., 2013, vol. 1111, pp. 1113–1117.
Gao, H., Xia, X., An, L., Xin, X., and Liang, Y., Reversion of hyperhydricity in pink (Dianthus chinensis L.) plantlets by AgNO3 and its associated mechanism during in vitro culture, Plant Sci., 2017, vol. 254, pp. 1–11.
Gill, A.P.S. and Arora, J.S., Performance of Sim carnations under subtropical climatic conditions of Punjab, Indian J. Hortic., 1988, vol. 45, pp. 329–335.
Goto, S., Thakur, R.C., and Ishii, K., Determination of genetic stability in long-term micropropagated shoots of Pinus thunbergii Parl. using RAPD markers, Plant Cell Rep., 1998, vol. 18, nos. 3–4, pp. 193–197.
Joshi-Saha, A., Valon, C., and Leung, J., A brand new start: Abscisic acid perception and transduction in the guard cell, Sci. Signal., 2011, vol. 4, pp. 645–652.
Kantia, A. and Kothari, S.L., High efficiency adventitious shoot bud formation and plant regeneration from leaf explants of Dianthus chinensis L., Sci. Hortic., 2002, vol. 96, pp. 205–212.
Kaviani, B., Hesar, A.A., and Kharabian-Masouley, A., In vitro propagation of Matthiola incana (Brassicaceae)-an ornamental plant, Plant Omics J., 2011, vol. 4, no. 7, pp. 435–440.
Kevers, C., Franck, T., Strasser, R.J.D., Ommes, J., and Gasper, T., Hyperhydricity of micropropagated shoots: a typically stress-induced change of physiological state, Plant Cell, Tissue Organ Cult., 2004, vol. 77, pp. 181–191.
Lakshmanan, P., Lee, C., and Goh, C., An efficient in vitro method for mass propagation of a woody ornamental Ixora coccinea L., Plant Cell Rep., 1997, vol. 16, pp. 572–577.
Mayor, M., Nestares, G., Zorzoli, R., and Picardi, L., Reduction of hyperhydricity in sunflower tissue culture, Plant Cell, Tissue Organ Cult., 2003, vol. 72, pp. 99–103.
Mujib, A. and Pal, A.K., Inter varietal variation in response to in vitro cloning of carnation, Crop Res. Hisar, 1995, vol. 10, pp. 90–194.
Murashige, T. and Skoog, F., A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture, Physiol. Plant, 1962, vol. 15, pp. 473–497.
Nalousi, A.M., Hatamzadeha, A., Azadi, P., et al., A procedure for indirect shoot organogenesis of Polianthes tuberosa L. and analysis of genetic stability using ISSR markers in regenerated plants, Sci. Hortic., 2019, vol. 244, pp. 315–321.
Onamu, R., Obukosia, S.D., Musembi, N., and Hutchinson, M.J., Efficacy of Thidiazuron in In vitro propagation of carnation shoot tips: Influence of dose and duration of exposure, Afr. Crop Sci. J., 2003, vol. 11, no. 2, pp. 125–132.
Patil, V.M., Dhande, G.A., Thigale, D.M., and Rajput, J.C., Micropropagation of pomegranate (Punica granatum L.) ‘Bhagava’ cultivar from nodal explant, Afr. J. Biotech., 2011, vol. 10, pp. 18130–18136.
Qin, Y. and Zhang, S., Response of in vitro strawberry to silver nitrate (AgNO3), Hortic. Sci., 2005, vol. 40, no. 3, pp. 747–751.
Reddy, M.P., Sarla, N., and Siddiq, E.A., Inter simple sequence repeats (ISSR) polymorphism and its application in plant breeding, Euphytica, 2002, vol. 128, pp. 9–17.
Rizwan, H.M., Irshad, M., He, B.Z., et al., Silver nitrate (AgNO3) boosted high-frequency multiple shoot regeneration from cotyledonary node explants of okra (Abelmoschus esculentus L.), Appl. Ecol. Environ. Res., 2018, vol. 16, no. 3, pp. 3421–3435.
Rohela, G.K., Jogam, P., Prasad, B., and Christopher, R., Indirect regeneration and assessment of genetic fidelity of acclimated plantlets by SCoT, ISSR, and RAPD markers in Rauwolfia tetraphylla L.: An endangered medicinal plant, BioMed. Res. Int., 2019, p. 3698742. https://doi.org/10.1155/2019/3698742
Shi, C., Qi, C., Ren, H., et al., Ethylene mediates brassinosteroid-induced stomatal closure via Gα protein-activated hydrogen peroxide and nitric oxide production in Arabidopsis, Plant J., 2015, vol. 82, pp. 280–301.
Shimizu-Sato, S., Tanaka, M., and Mori, H., Auxin-cytokinin interactions in the control of shoot branching, Plant Mol. Biol., 2009, vol. 69, no. 4, p. 429.
Staden, V.J., Zažímalová, E., and George, E.F., Plant growth regulators II: Cytokinins, their analogues and antagonists, in Plant Propagation by Tissue Culture, George, E.F., Hall, M., and De Kleck, G.J., Eds., Dordrecht: Springer-Verlag, 2008, vol. 1, pp. 205–226.
Van den Dries, N., Giannì, S., Czerednik, A., et al., Flooding of the apoplast is a key factor in the development of hyperhydricity, J. Exp. Bot., 2013, vol. 64, pp. 5221–5230
Vinoth, A. and Ravindhran, R., Reduced hyperhydricity in watermelon shoot cultures using silver ions, In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant, 2015. https://doi.org/10.1007/s11627-015-9698-5
Yadav, M.K., Gaur, A.K., and Garg, G.K., Development of suitable protocol to overcome hyperhydricity in carnation during micropropagation, Plant Cell, Tissue Organ Cult., 2003, vol. 72, pp. 153–156.