Метою роботи було дослідження філогенетичних взаємозв’язків нового штаму-продуценту Bacillus subtilis IFBG МК-2 з вже існуючими штамами і підвищення біосинтетичної активності цього продуценту шляхом мутагенезу. В результаті сиквенування 16S рРНК штаму IFBG МК-2 отримано фрагменти цього гена, сумарною довжиною 1305 нуклеотидів. Проведено філогенетичний аналіз і побудовано дендрограму на основі нуклеотидних послідовностей гена 16S рРНК з використанням методу зв’язування найближчих сусідів і двопараметричної моделі Кімури. Виявлено, що відсоток подібності між сумарним сиквенованим фрагментом гена 16S рРНК штаму IFBG МК-2 і депонованою у GenBank послідовністю цього гена типового штаму B. subtilis ІАМ 12118 становить 99 %. За результатами філогенетичного аналізу штам IFBG MK-2 ідентифіковано як B. subtilis. Шляхом індукованого мутагенезу з використанням УФ-опромінення і послідовною ступінчатою селекцією одержано мутантний клон B. subtilis IFBG МК-1А з підвищеною на 50 % продукцією рибофлавіну у порівнянні з вихідним штамом.
Ключові слова: Bacillus subtilis, рибофлавін, мутагенез, філогенез, УФ-опромінення, штам-продуцент

Повний текст та додаткові матеріали
Цитована література
1. Abbas, C.A. and Sibirny, A.A., Genetic control of biosynthesis and transport of riboflavin and flavin nucleotides and construction of robust biotechnological producers, Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2011. https://doi.org/10.1128/MMBR.00030-10
2. Amin, F.A.Z., Sabri, S., Ismail, M., et al., Probiotic properties of Bacillus strains isolated from stingless bee (Heterotrigona itama) honey collected across Malaysia, Int. J. Environ. Res. Public Health, 2020. https://doi.org/10.3390/ijerph17010278
3. Andriiash, G.S., Zabolotna, G.M., Bondarenko, V.S., et al., Gene 16s rRNA sequence phylogenetic analysis of lysine producers strains, Biotechnol. Acta, 2014. https://doi.org/10.15407/biotech7.06.040
4. Asia, L., Mohsin, I., and Muhammad, A., Ethyl methane sulfonate chemical mutagenesis of Bacillus subtilis for enhanced production of protease, Org. Med. Chem. Int. J., 2018. https://doi.org/10.19080/OMCIJ.2018.05.555664
5. Boretsky, Yu.R., Petryshyn, A., Krieger, K., et al., Cloning and expression of a gene encoding riboflavin synthase of yeast Pichia guilliermondii, Tsitol. Genet., 2002, vol. 36, no. 4, pp. 3–7.
6. Cortesгo, M. et al., Bacillus subtilis spore resistance to simulated Mars surface conditions, Front. Microbiol., 2019. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00333
7. Debabov, V.G., The industrial use of Bacilli, in The Molecular Biology of the Bacilli, USA, New York, 1981, pp. 331–371.
8. Franco-Duarte, R. et al., Advances in chemical and biological methods to identify microorganisms—from past to present, Microorganisms, 2019. https://doi.org/10.3390/microorganisms7050130
9. Ge, Y.-Y. et al., Screening and spontaneous mutation of pickle-derived Lactobacillus plantarum with overproduction of riboflavin, related mechanism, and food application, Foods, 2020. https://doi.org/10.3390/foods9010088
10. Gershanovich, V.N. et al., Transketolase mutation in riboflavin-synthesizing strains of Bacillus subtilis, Mol. Gen. Mikrobiol. Virusol., 2000, vol. 3, pp. 3–7.
11. Gingichashvili, S., Duanis-Assaf, D., Shemesh, M., et al., The adaptive morphology of Bacillus subtilis biofilms: a defense mechanism against bacterial starvation, Microorganisms, 2020. https://doi.org/10.3390/microorganisms8010062
12. Karpov, D.S., Domashin, A.I., Kotlov, M.I., et al., Biotechnological potential of the Bacillus subtilis 20 strain, Mol. Biol., 2020. https://doi.org/10.1134/S0026893320010082
13. Lane, D.J., 16S/23S rRNA sequencing, in Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics, Stackebrandt, E. and Goodfellow, M., Eds., New York: Wiley, 1991, pp. 115–175.
14. Liu, S., Hu, W., and Wang, Z., Production of riboflavin and related cofactors by biotechnological processes, Microb. Cell Fact., 2020. https://doi.org/10.1186/s12934-020-01302-7
15. Mohsin, I., Muhammad, A., and Fareeha, B., Development of Bacillus subtilis mutants for overproduction of protease, J. Microb. Biochem. Technol., 2017. https://doi.org/10.4172/1948-5948.1000363
16. Radchenko, M.M. et al., Isolation and identification of a strain producing riboflavin, Fakt. Eksp. Evol. Organiz., 2019. https://doi.org/10.7124/FEEO.v24.1094
17. Saleh, A.A., Dawood, M.M., Badawi, N.A., et al., Effect of supplemental serine-protease from Bacillus licheniformis on growth performance and physiological change of broiler chickens, J. Appl. Anim. Res., 2020. https://doi.org/1080/09712119.2020.1732986
18. Schallmey, M., Singh, A., and Ward, O.P., Developments in the use of Bacillus species for industrial production, Can. J. Microbiol., 2004. https://doi.org/10.1139/W03-076
19. Suwannasom, N., Kao, I., Pruẞ, A., et al., Riboflavin: the health benefits of a forgotten natural vitamin, Int. J. Mol. Sci., 2020. https://doi.org/10.3390/ijms21030950
20. Tamura, K., Stecher, G., and Peterson, D., MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0, Mol. Biol. Evol., 2013. https://doi.org/10.1093/molbev/mst197
21. Wang, J., Wang, W., Wang, H., et al., Improvement of stress tolerance and riboflavin production of Bacillus subtilis by introduction of heat shock proteins from thermophilic bacillus strains, Appl. Microbiol. Biotechnol., 2019. https://doi.org/10.1007/s00253-019-09788-x
22. Xue, F., Sampedro-Torres-Quevedo, C., Arnaouteli, S., et al., Probiotic Bacillus subtilis protects against a-synuclein aggregation in C. elegans, Cell Rep., 2020. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2019.12.078
23. Zaghari, M., Sarani, P., and Hajati, H., Comparison of two probiotic preparations on growth performance, intestinal microbiota, nutrient digestibility and cytokine gene expression in broiler chickens, J. Appl. Anim. Res., 2020. 1080/09712119.2020.1754218
24. Zhang, C., Wu, D., and Ren, H., Economical production of vitamin K2 using crude glycerol from the by-product of biodiesel, Sci. Rep., 2020. https://doi.org/10.1038/s41598-020-62737-x