З використанням методу Comet assay досліджено особливості взаємодії між малігнізованими та нормальними лімфоцитами периферичної крові людини при їх спільно-роздільному культивуванні. В культурі лімфоцитів умовно здорових волонтерів (клітини-свідки) під впливом клітин крові осіб, хворих на ХЛЛ (клітини-індуктори) встановлено зниження показника Tail Moment на фоні збільшення частоти клітин в стані апоптозу. В популяції клітин-індукторів під впливом клітин-свідків зареєстровано статистично значуще (p < 0,001) падіння як частоти клітин з високим рівнем пошкоджень ДНК, так і апоптотичної активності. Отримані результати вказують на реалізацію прямого (вплив клітин-індукторів на клітини-свідки) та зворотного (вплив клітин-свідків на клітини індуктори) феномену ТІВЕ.
РЕЗЮМЕ. С использованием метода Comet assay исследованы особенности взаимодействия между малигнизированными и нормальными лимфоцитами периферической крови человека при их совместно-раздельном культивировании. В культуре лимфоцитов условно здоровых добровольцев (клетки-свидетели) под влиянием клеток крови лиц, больных ХЛЛ (клетки-индукторы) установлено снижение показателя Tail Moment на фоне увеличения частоты клеток в состоянии апоптоза. В популяции клеток-индукторов под влиянием клеток-свидетелей зарегистрировано статистически значимое (p < 0,001) падение как частоты клеток с высоким уровнем повреждений ДНК, так и апоптотической активности. Полученные результаты указывают на реализацию прямого (влияние клеток-индукторов на клетки-свидетели) и обратного (влияние клеток-свидетелей на клетки индукторы) феномена ТIBE.
Ключові слова: культура лімфоцитів периферичної крові людини, tumor-induced bystander effect, Comet assay, пошкодження ДНК, апоптоз
культура лимфоцитов периферической крови человека, tumor-induced bystander effect, Comet assay, повреждение ДНК, апоптоз
Повний текст та додаткові матеріали
Цитована література
1. Rong, W., Tingyang, Z., Wei, L., and Li, Z., Molecular mechanism of bystander effects and related abscopal/cohort effects in cancer therapy, Oncotarget, 2018, vol. 9, no. 26, pp. 18 637–18 647. https://doi.org/10.18632/oncotarget.24746
2. Widel, M., Radiation induced bystander effect: from in vitro studies to clinical application, Int. J. Med. Phys. Clin. Eng. Radiat. Oncol., 2016, vol. 5, pp. 1–17. https://doi.org/10.4236/ijmpcero.2016.51001
3. Verma, N. and Tiku, A.B., Significance and nature of bystander responses induced by various agents, Mutat. Res., 2017, vol. 773, pp. 104–121. https://doi.org/10.1016/j.mrrev.2017.05.003
4. Mothersill, C., Rusin, A., Fernandez-Palomo, C., and Seymour, C., History of bystander effects research 1905—present; what is in a name?, Int. J. Radiat. Biol., 2018, vol. 94, no. 8, pp. 696–707. https://doi.org/10.1080/09553002.2017.1398436
5. Redon, C.E., Dickey, J.S., Nakamura, A.J., Kareva, I.G., Naf, D., Nowsheen, S., Kryston, T.B., Bonner, W.M., Georgakilas, A.G., and Sedelnikova, O.A., Tumors induce complex DNA damage in distant proliferative tissues in vivo, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2010, vol. 107, no. 42, pp. 17 992–17 997. https://doi.org/10.1073/pnas.1008260107
6. Martin, O.A., Redon, C.E., Nakamura, A.J., Dickey, J.S., Georgakilas, A.G., and Bonner, W.M., Systemic DNA damage related to cancer, Cancer Res., 2011, vol. 71, no. 10, pp. 3437–3441. doi . CAN-10-4579https://doi.org/10.1158/0008-5472
7. Choi, D.K., Helenowski, I., and Hijiya, N., Secondary malignancies in pediatric cancer survivors: perspectives and review of the literature, Int. J. Cancer, 2014, vol. 135, pp. 1764–1773. https://doi.org/10.1002/ijc.28991
8. Lee, J.S., DuBois, S.G., Coccia, P.F., Bleyer, A., Olin, R.L., and Goldsby, R.E., Increased risk of second malignant neoplasms in adolescents and young adults with cancer, Cancer, 2016, vol. 122, pp. 116–123. https://doi.org/10.1002/cncr.29685
9. He, X., Wu, W., Ding, Y., Li, Y., Si, J., and Sun, L., Excessive risk of second primary cancers in young onset colorectal cancer survivors, Cancer Med., 2018, vol. 7, pp. 1201–1210. https://doi.org/10.1002/cam4.1437
10. Chen, S., Zhao, Y., Han, W., Chiu, S.K., Zhu, L., Wu, L., and Yu, K.N., Rescue effects in radiobiology: Unirradiated bystander cells assist irradiated cells through intercellular signal feedback, Mutat. Res., 2011, vol. 706, pp. 59–64. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2010.10.011
11. Kobayashi, A., Autsavapromporn, N., Ahmad, T., Oikawa, M., Homma-Takeda, S., Furusawa, Y., Wang, J., and Konishi, T., Bystander WI-38 cells modulate DNA double-strand break repair in microbeam-targeted A549 cells through gap junction intercellular communication, Radiat. Protect. Dosim., 2018, pp. 1–5. https://doi.org/10.1093/rpd/ncy249
12. Widel, M., Przybyszewski, W.M., Cieslar-Pobuda, A., Saenko, Y.V., and Rzeszowska-Wolny, J., Bystander normal human fibroblasts reduce damage response in irradiated targeted cancer cells through intercellular ROS level modulation, Mutat. Res., 2012, vol. 731, nos. 1–2. pp. 117–124. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2011.12.007
13. Verma, V. and Lin, S.H., Implications of the bystander and abscopal effects of radiation therapy, Clin. Cancer Res., 2016, vol. 22, no. 19, pp. 4763–4765. https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-16-1512
14. Stamell, E.F., Wolchok, J.D., Gnjatic, S., Lee, N.Y., and Brownell, I., The abscopal effect associated with a systemic anti-melanoma immune response, Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys., 2013, vol. 85, pp. 293–295.
15. Muto, P., Falivene, S., Borzillo, V., Giugliano, F.M., Sandomenico, F., Petrillo, A., Curvietto, M., Esposito, A., Paone, M., Palla, M., Palmieri, G., Caraco, C., Cili-berto, G., Mozzillo, N., and Ascierto, P.A., Abscopal effects of radiotherapy on advanced melanoma patients who progressed after ipilimumab immunotherapy, Oncoimmunology, 2014, no. 3. e28 780. https://doi.org/10.4161/onci.28780
16. Batson, S.A., Breazzano, M.P., Milam, R.W., Shinohara, E., Johnson, D.B., and Daniels, A.B., Rationale for harnessing the abscopal effect as potential treatment for metastatic uveal melanoma, Int. Ophthalmol. Clin., 2017, vol. 57, pp. 41–48. https://doi.org/10.1097/IIO.0000000000000152
17. Desai, S., Kobayashi, A., Konishi, T., Oikawa, M., and Pandey, B.N., Damaging and protective bystander cross-talk between human lung cancer and normal cells after proton microbeam irradiation, Mutat. Res., 2014, vols. 763–764, pp. 39–44. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2014.03.004
18. Ghosh, S., Ghosh, A., and Krishna, M., Role of ATM in bystander signaling between human monocytes and lung adenocarcinoma cells, Mutat. Res., 2015, vol. 794, pp. 39–45. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2015.10.003
19. Bazyka, D., Dyagil, I., Gudzenko, N., Chumak, V., and Romanenko, A., Leukemia in Cleanup Workers: Radiation, Professional and Lifestyle Risks. Health Effects of the Chornobyl Accident—Thirty Years Aftermath, Kyiv: DIA, 2016.
20. Kurinnyi, D.À., Rushkovsky, S.R., Demchenko, O.M., and Pilinska, M.À., Peculiarities of modification by astaxanthin the radiation-induced damages in the genome of human blood lymphocytes exposed in vitro on different stages of the mitotic cycle, Cytol. Genet., 2018, vol. 52, no. 1, pp. 40–45. https://doi.org/10.3103/S0095452718010073
21. Olive, P.L. and Banath, J.P., The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells, Nat. Protocols, 2006, vol. 1, no. 1, pp. 23–29. doi . https://doi.org/10.1038/nprot.2006.5
22. Gyori, B.M., Venkatachalam, G., Thiagarajan, P.S., Hsu, D., and Clement, M., OpenComet: An automated tool for comet assay image analysis, Redox Biol., 2014, no. 2, pp. 457–465. https://doi.org/10.1016/j.redox.2013.12.020
23. Kurinnyi, D., Rushkovsky, S., Demchenko, O., and Pilinska, M., Astaxanthin as a modifier of genome instability after γ-radiation, in Progress in Carotenoid Research, Zepka, L., Jacob-Lopes, E., and Vera De Rosso, V., Eds., London: In Tech Open, 2018, pp. 121–138.
24. Rosner, B., Fundamentals of Biostatistics, Cengage Learning, 2015, 8th ed.
25. Rozovski, U., Keating, M.J., and Estrov, Z., Targeting inflammatory pathways in chronic lymphocytic leukemia, Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2013, vol. 88, pp. 655–666. https://doi.org/10.1016/j.critrevonc.2013.07.011
26. Saulep-Easton, D., Vincent, F.B., Le Page, M., Wei, A., Ting, S.B., Croce, C.M., Tam, C., and Mackay, F., Cytokine-driven loss of plasmacytoid dendritic cell function in chronic lymphocytic leukemia, Leukemia, 2014, vol. 28, pp. 2005–2015. https://doi.org/10.1038/leu.2014.105
27. Lam, R.K., Fung, Y.K., Hun, W., and Yu, K.N., Rescue effects: irradiated cells helped by unirradiated bystander cells, Int. J. Mol. Sci., 2015, vol. 16, no. 2, pp. 2591–2609. https://doi.org/10.3390/ijms16022591
28. Burdak-Rothkamm, S. and Rothkamm, K., Radiation-induced bystander and systemic effects serve as a unifying model system for genotoxic stress responses, Mutat. Res., 2018, vol. 778, pp. 13–22. https://doi.org/10.1016/j.mrrev.2018.08.001
29. Yan, X.J., Dozmorov, I., Li, W., Yancopoulos, S., Sison, C., Centola, M., Jain, P., Allen, S.L., Kolitz, J.E., Rai, K.R., Chiorazzi, N., and Sherry, B., Identification of outcome-correlated cytokine clusters in chronic lymphocytic leukemia, Blood, 2011, vol. 118, no. 19, pp. 5201–5210. https://doi.org/10.1182/blood-2011-03-342436
30. Najafi, M., Fardid, R., Hadadi, G., and Fardid, M., The mechanisms of radiation-induced bystander effect, J. Biomed. Phys. Eng., 2014, vol. 4, no. 4, pp. 163–172.
31. Kaltschmidt, B., Kaltschmidt, C., Hofmann, T.G., Hehner, S.P., Droge, W., and Schmitz, M.L., The pro- or anti-apoptotic function of NF-kappaB is determined by the nature of the apoptotic stimulus, Eur. J. Biochem., 2000, vol. 267, no. 12, pp. 3828–3835. https://doi.org/10.1046/j.1432-1327.2000.01421.x