Проведено порівняльну характеристику генетичної структури штучних українських та польських популяцій з природними популяціями веслоноса зі США за трьома мікросателітними ДНК-маркерами: Psp21, Psp26 та Psp28. Середнє значення Na було на рівні 6,1 та 5,5, для українських і польських популяцій, відповідно. Для природних популяцій показник Na був майже вдвічі вищим і в середньому становив – 11,1 алеля. Зафіксовано переважання середніх значень фактичної (Но) гетерозиготності над теоретичною (Не) як для українських (0,709 > 0,616), так і для польських (0,809 > 0,699) популяцій. Для природних популяцій середні значення Но та Не знаходилися в межах генетичної рівноваги згідно рівняння Харді-Вайнберга і були на рівні 0,817 та 0,813, відповідно. Згідно із зіставленими даними, встановлено зменшення загальної кількості алельних варіантів для штучних популяцій, порівняно з природними популяціями. Отримані значення рівня гетерозиготності та від’ємні показники індексу фіксації Fis для штучних популяцій вказують на відсутність інбридингу на даному етапі культивування веслоноса, що є підтвердженням достатньої кількості плідників з гетерозиготними генотипами для відтворення в умовах аквакультури.
РЕЗЮМЕ. Произведена сравнительная характеристика генетической структуры искусственных украинских и польских популяций с естественными популяциями веслоноса из США по трем микросателлитным ДНК-маркерам: Psp21, Psp26 и Psp28. Среднее значение Na было на уровне 6,1 и 5,5, для украинских и польских популяций, соответственно. Для естественных популяций показатель Na был почти вдвое выше и в среднем составлял 11,1 аллеля. Зафиксировано преобладание средних значений фактической гетерозиготности (Но) над теоретической (Не) как для украинских (0,709 > 0,616), так и для польских (0,809 > 0,699) популяций. Для естественных популяций средние значения Но и Не находились в пределах генетического равновесия согласно уравнению Харди-Вайнберга и были на уровне 0,817 и 0,813, соответственно. Согласно сопоставленным данным, установлено уменьшение общего количества аллельных вариантов для искусственных популяций по сравнению с естественными популяциями. Полученные значения уровня гетерозиготности и отрицательные показатели индекса фиксации Fis для искусственных популяций указывают на отсутствие инбридинга на данном этапе культивирования веслоноса, что является подтверждением достаточного количества производителей с гетерозиготными генотипами для воспроизводства в условиях аквакультуры.
Ключові слова: Polyodon spathula, ДНК-маркери, мікросателіти, генетична структура, алелі, локуси, поліморфізм
Повний текст та додаткові матеріали
Цитована література
1. Mims, S.D. and Shelton, W.L., Paddlefish Aquaculture, Wiley-Blackwell, 2015.
2. Raymakers, C., CITES, the convention on international trade in endangered species of wild fauna and flora: its role in the conservation of Acipenseriformes, J. Appl. Ichtyol., 2006, no. 22 (1), pp. 53–65. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2007.00929.x
3. Hupfeld, R.N., Phelps, Q.E., Tripp, S.J., and Herzog, D.P., Mississippi River basin paddlefish population dynamics: implications for the management of a highly migratory species, J. Fish., 2016, vol. 41, no. 10, pp. 600–610.
4. Stell, E.G., Hoover, J.J., Cage, B.A., Hardesty, D., and Parson, G.R., Long-distance movements of four Polyodon spathula (paddlefish) from a remote oxbow lake in the lower Mississippi River basin, Southeast. Nat., 2018, vol. 17, no. 2, pp. 230–238. https://doi.org/10.1656/058.017.0205
5. Schooley, J.D., Scarnecchia, D.L., and Crews, A., Harvest management regulation options for Oklahoma’s Grand Lake stock of paddlefish. J. South. Assoc. Fish Wildlife Agen., 2014, no. 1, pp. 89–97.
6. Pikitch, E., Doukakis, P., Lauck, L., Chakraborty, P., and Erickson, D.L., Status, trends and management of sturgeon and paddlefish fisheries, Fish. Fish., 2005, no. 6, pp. 233–265. doi . 00190.xhttps://doi.org/10.1111/j.1467-2979.2005
7. Abdul-Muneer, P.M., Application of microsatellite markers in conservation genetics and fisheries management: recent advances in population structure analysis and conservation strategies, Genet. Res. Int., 2014, vol. 2014, pp. 691–759. https://doi.org/10.1155/2014/691759
8. Dudu, R., Suciu, M., Parashiv Georgescu, S.E., Costache, M., and Berrebi, P., Nuclear markers of Danube sturgeons hybridization, Mel. Sci., 2011, no. 12, pp. 6796–6809. https://doi.org/10.3390/ijms12106796
9. Dudu, A., Georgescu, S.E., and Costache, M., Evaluation of genetic diversity in fish using molecular markers, in Molecular Approaches to Genetic Diversity, chapter: Evaluation of Genetic Diversity in Fish Using Molecular Markers, InTech, 2015, pp. 163–193. https://doi.org/10.5772/60423
10. Barmintseva, A.E. and Mugue, N.S., The use of microsatellite loci for identification of sturgeon species (Acipenseridae) and hybrid forms, Genetics, 2013, vol. 49, no. 9, pp. 1093–1105. https://doi.org/10.7868/S0016675813090038
11. Askari, G., Shabani, A., and Kolangi, H., Miandare. Application of molecular markers in fisheries and aquaculture, Sci. J. Anim. Sci., 2013, no. 2 (4), pp. 82–88.
12. Costache, M., Dudu, A., and Georgescu, S.E., Low Danube sturgeon identification using DNA markers, in Analysis of Genetic Variation in Animals, Bucharest: InTech, 2012, pp. 243–268.
13. Timoshkina, N.N., Vodolazhskii, D.Y., and Usatov, A.V., Molecular genetic markers in the study of the intra- and interspecific polymorphism of sturgeon fish (Acipenseriformes), Ecol. Genet., 2010, vol. 8, no. 1, pp. 12–24.
14. Garza, J.C. and Williamson, E.G., Detection of reduction in population size using data from microsatellite loci, Mol. Ecol., 2001, no. 10, pp. 305–318.
15. McCusker, M.R. and Benzten, P., Positive relationships between genetic diversity and abundance in fishes, Mol. Ecol., 2010, vol. 19, no. 22, pp. 4852–4862.
16. Leary, S.J., Hice, L.A., Feldheim, K.A., Frisk, M.G., McElroy, A.E., Fast, M.D., and Chapman, D.D., Severe inbreeding and small effective number of breeders in a formerly abundant marine fish, PLoS One, 2013, no. 8 (6), pp. 66–126. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0066126
17. Dzitsiuk, V.V. and Melnyk, O.V., Microsatellites of DNA in the preservation of genetic diversity of horses, Anim. Genet., 2013, no. 12 (52), pp. 7–10.
18. Chistiakov, D.A., Hellemans, B., and Volckaert, F.A.M., Microsatellites and their genomic distribution, evolution, function and applications: A review with special reference to fish genetics, Aquaculture, 2006, nos. 1–4, pp. 1–29. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2005.11.031
19. Heist, E.J., Nicholson, E.H., Sipiorski, J.T., and Keeney, D.B., Microsatellite markers for the paddlefish (Polyodon spathula), Conserv. Genet., 2002, no. 3, pp. 205–207. https://doi.org/10.1023/A:1015272414957
20. Ieist, E.J. and Mustapha, A., Genetic structure in paddlefish inferred from DNA microsatellite loci, Trans. Am. Fish. Soc., 2008, vol. 137, no. 3, pp. 909–915. https://doi.org/10.1577/T07-078.1
21. Kaczmarczyk, D., Luczynski, M., and Brzuzan, P., Genetic variation of three paddlefish (Polyodon spathula Walbaum) stocks based on microsatellite DNA analysis, Czech. J. Anim. Sci., 2012, no. 57, pp. 345–352.
22. Kaczmarczyk, D., Selection of optimal spawning pairs to maintain genetic variation among captive populations of Acipenseridae based on the polymorphism of microsatellite loci, Arch. Polish. Fish., 2016, no. 24, pp. 77–84.
23. Zheng, X., Schneider, K., Lowe, J.D., Gomelsky, B., Mims, S.D., and Bu, S., Genetic structure among four populations of paddlefish, Polyodon spathula (Actinopterygii: Acipenseriformes: Polyodontidae), based on disomic microsatellite markers, Acta Ichthyol. Piscat., 2014, no. 44 (3), pp. 213–219.
24. Zou, Y.C., Zou, Q.W., and Wei, G.B., Pan Induction of meiotic gynogenesis in paddlefish (Polyodon spathula) and its confirmation using microsatellite markers, J. Appl. Ichthyol., 2011, vol. 27, no. 2, pp. 505–509. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2011.01681.x
25. Kurta, K., Malysheva, O., and Spyrydonov, V., Comparative analysis of the genetic structure of paddlefish (Polyodon spathula) of Ukrainian populations, Biol. Res. Nat. Manage., 2018, no. 10 (3–4).https://doi.org/10.31548/bio2018.03.025
26. Carter, M.J. and Milton, I.D., An inexpensive and simple method for DNA purifications on silica particles, Nucleic Acids Res., 1993, vol. 21, pp. 1044–1046. https://doi.org/10.1093/nar/21.4.1044
27. Kurta, K., Malysheva, O., and Spyrydonov, V., Optimization of polymerase chain reaction’s conditions for studies of paddlefish (Polyodon spathula) microsatellite DNA, Anim. Biol., 2017, vol. 19, no. 2, pp. 56–63. https://doi.org/10.15407/animbiol19.02.056
28. Peakall, R. and Smouse, P.E., GENALEX 6: genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research, Mol. Ecol. Notes, 2006, no. 6, pp. 288–295.https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2005.01155.x
29. Peakall, R. and Smouse, P.E., GenAlEx 6.5: genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research-an update, Bioinformatics, 2012, no. 28 (19), pp. 2537–2539. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bts460
30. Kalinowski, S.T., Taper, M.L., and Marshall, T.C., Revising how the computer program CERVUS accommodates genotyping error increases success in paternity assignment, Mol. Ecol., 2007, vol. 16, no. 5, pp. 1099–1106.https://doi.org/10.1111/j.1365-294X.2007
31. Marshall, T.C., Slate, J., Kruuk, L.E.B., and Pemberton, J.M., Statistical confidence for likelihood-based paternity inference in natural populations, Mol. Ecol., 1998, no. 7 (5), pp. 639–655.https://doi.org/10.1046/j.1365-294x.1998.00374.x