РЕЗЮМЕ. МікроРНК (міРНК) – це висококонсервативні некодуючі молекули РНК довжиною 20–24 нуклеотидів, які відіграють важливу регуляторну роль для рослин та тварин. Оскільки експериментальна валідація високоактивних мікроРНК має деякі обмеження, було успішно застосовано in silico передбачення мікроРНК та їхніх мішеней з різних організмів. Журавлина – це одна з найкорисніших ягід, відома своїм високим вмістом поживних речовин та антиоксидантів. Використання повногеномних обчислювальних методів та набору суворих критеріїв фільтрування у цьому дослідженні дозволило виявити у журавлині 23 потенційно консервативних мікроРНК, що належать до 15 сімейств. Всі попередники ідентифікованих мікроРНК формували стабільну структуру «петлі-на-стеблі» з мінімальною вільною енергією в якості форми ортологів і мали високі показники індексу мінімальної вільної енергії (MFEI). Інструмент psRNATarget дозволив виявити 92 потенційні мішені мікроРНК, зокрема, зв’язуючі білки, фактори транскрипції, кінази, задіяні у біосинтезі, різних метаболічних процесах, трансдукції сигналу. Було виявлено, що 9 з-поміж виявлених мішеней (SPL, пролін-багаті білки, білки F-Box, білки HD, білки Scarecrow, білки «цинкові пальці», цитохром P450, транспортери сульфатів та транспортери ABCs) відіграють специфічну роль у фітохімічному біосинтезі. Наскільки нам відомо, це перше повідомлення про мікроРНК журавлини та їхні мішені.
Ключові слова: журавлина, фітохімічні речовини, мікроРНК (міРНК), обчислювальна ідентифікація, MFEI, мішень мікроРНК
Повний текст та додаткові матеріали
Цитована література
1. Paul, S., Kundu, A., and Pal, A., Identification and expression profiling of Vigna mungo microRNAs from leaf small RNA transcriptome by deep sequencing, J. Integr. Plant Biol., 2014, vol. 56, no. 1, pp. 15–23.
2. Bartel, D.P., MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function, Cell, 2004, vol. 116, no. 2, pp. 281–297.
3. Zhang, B., Pan, X., Cobb, G.P., and Anderson, T.A., Plant microRNA: a small regulatory molecule with big impact, Dev. Biol., 2006, vol. 289, no. 1, pp. 3–16.
4. Paul, S., Kundu, A., and Pal, A., Identification and validation of conserved microRNAs along with their differential expression in roots of Vigna unguiculata grown under salt stress, Plant Cell Tissue Organ Cult., 2011, vol. 105, no. 2, pp. 233–242.
5. Mallory, A.C., Reinhart, B.J., Jones-Rhoades, M.W., et al., MicroRNA control of PHABULOSA in leaf development: importance of pairing to the microRNA 5' region, EMBO J., 2004, vol. 23, no. 16, pp. 3356–3364.
6. Naya, L., Paul, S., Valdes-Lopez, O., et al., Regulation of copper homeostasis and biotic interactions by microRNA 398b in common bean, PLoS One, 2014, vol. 9, no. 1. e84416. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0084416
7. Zhang, B., Pan, X., Cannon, C.H., et al., Conservation and divergence of plant microRNA genes, Plant J., 2006, vol. 46, no. 2, pp. 243–259.
8. Zhang, B., Wang, Q., Wang, K., et al., Identification of cotton microRNAs and their targets, Gene, 2007, vol. 397, no. 1, pp. 26–37.
9. Zhang, B., Pan, X., and Stellwag, E.J., Identification of soybean microRNAs and their targets, Planta, 2008, vol. 229, no. 1, pp. 161–182.
10. Jin, W., Li, N., Zhang, B., et al., Identification and verification of microRNA in wheat (Triticum aestivum), J. Plant Res., 2008, vol. 121, no. 3, pp. 351–355.
11. Xie, F., Frazier, T.P., and Zhang, B., Identification, characterization and expression analysis of microRNAs and their targets in the potato (Solanum tuberosum), Gene, 2011, vol. 473, no. 1, pp. 8–22.
12. Gleave, A.P., Ampomah-Dwamena, C., Berthold, S., et al., Identification and characterisation of primary microRNAs from apple (Malus domestica cv. Royal Gala) expressed sequence tags, Tree Genet. Genomes, 2008, vol. 4, no. 2, pp. 343–358.
13. Pappas, E. and Schaichm, K.M., Phytochemicals of cranberries and cranberry products: Characterization, potential health effects, and processing stability, Crit. Rev. Food. Sci. Nutr., 2009, vol. 49, no. 9, pp. 741–81.
14. Weh, K., Clarke, J., and Kresty, L., Cranberries and cancer: an update of preclinical studies evaluating the cancer inhibitory potential of cranberry and cranberry derived constituents, Antioxidants, 2016, vol. 5, no. 3, p. 27.
15. Gupta, O.P., Karkute, S.G., Banerjee, S., et al., Contemporary understanding of miRNA-based regulation of secondary metabolites biosynthesis in plants, Front. Plant Sci., 2017, vol. 8, p. 374. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00374
16. Polashock, J., Zelzion, E., Fajardo, D., et al., The American cranberry: first insights into the whole genome of a species adapted to bog habitat, BMC Plant Biol., 2014, vol. 14, no. 1, p. 165.
17. Paul, S., Identification and characterization of microRNAs and their targets in high-altitude stress-adaptive plant maca (Lepidium meyenii Walp), 3 Biotech, 2017, vol. 7, no. 2, p. 103.
18. Yang, W., Liu, X., Zhang, J., et al., Prediction and validation of conservative microRNAs of Solanum tuberosum L., Mol. Biol. Rep., 2010, vol. 37, no. 7, pp. 3081–3087.
19. Barozai, M.Y.K., Baloch, I.A., and Din, M., Identification of microRNAs and their targets in Helianthus,Mol. Biol. Rep., 2012, vol. 39, no. 3, pp. 2523–2532.
20. Han, Y., Zhu, B., Luan, F., et al., Conserved miRNAs and their targets identified in lettuce (Lactuca) by EST analysis, Gene, 2010, vol. 463, no. 1, pp. 1–7.
21. Paul, S. and Pal, A., Genome-wide Characterization of microRNAs from mungbean (Vigna radiata L.), Biotech. J. Int., 2017, vol. 17, no. 9, pp. 1–9. https://doi.org/10.9734/BJI/2017/30984
22. Wang, L., Liu, H., Li, D., et al., Identification and characterization of maize microRNAs involved in the very early stage of seed germination, BMC Genomics, 2011, vol. 12, no. 1, p. 154.https://doi.org/10.1186/1471-2164-12-154
23. Huang, Y., Zou, Q., and Wang, Z.B., Computational identification of miRNA genes and their targets in mulberry, Russ. J. Plant Physiol., 2014, vol. 61, no. 4, pp. 537–542.
24. Bulgakov, V.P. and Avramenko, T.V., New opportunities for the regulation of secondary metabolism in plants: focus on microRNAs, Biotechnol. Lett., 2015, vol. 37, no. 9, pp. 1719–1727.
25. Pillet, J., Yu, H.W., Chambers, A.H., et al., Identification of candidate flavonoid pathway genes using transcriptome correlation network analysis in ripe strawberry (Fragaria × ananassa) fruits, J. Exp. Bot., 2015, vol. 66, no. 15, pp. 4455–4467.
26. Feder, A., Burger, J., Gao, S., et al., A Kelch domain-containing F-box coding gene negatively regulates flavonoid accumulation in Cucumis melo L., Plant Physiol., 2015, vol. 169, no. 3, pp. 1714–1726.
27. Kubo, H., Peeters, A.J., Aarts, M.G., et al., ANTHOCYANINLESS2, a homeobox gene affecting anthocyanin distribution and root development in Arabidopsis,Plant Cell, 1999, vol. 11, no. 7, pp. 1217–1226.
28. Ghosh, S., Triterpene structural diversification by plant cytochrome P450 enzymes, Front. Plant Sci., 2017, vol. 8, p. 1886. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01886
29. Gigolashvili, T. and Kopriva, S., Transporters in plant sulfur metabolism, Front. Plant Sci., 2014, vol. 5, p. 442. https://doi.org/10.3389/fpls.2014.00442